用于纯化完整细菌微细胞的药学上相容的方法

摘要

本发明提供一种用于纯化完整细菌微细胞的药学上相容的方法以及细菌衍生的完整微细胞的组合物。本发明的组合物实质上不含游离的内毒素，其具有低于约350EU/5×10

说明书

本申请是原申请的申请日为2004年6月23日，申请号为200480017549.6， 发明名称为《用于纯化完整细菌微细胞的药学上相容的方法》的中国专利申 请的分案申请。

背景技术

本发明涉及一种用于纯化完整细菌微细胞的药学上相容的方法。

微细胞是大肠杆菌（E.coli）或者其它细菌细胞的无核形式，由于二分裂 过程中细胞分裂与DNA分离的协调被打乱而形成。原核染色体的复制是与正 常的二分裂相关联的，其包含细胞中部隔膜的形成。例如，大肠杆菌中，如 minCD这样的min基因突变能够去除在细胞分裂过程中对在细胞极（cell  poles）形成隔膜的抑制，从而形成正常的子细胞和无核微细胞（de Boer等, 1992;Raskin和de Boer,1999;Hu和Lutkenhaus,1999;Harry,2001）。

除了min操纵子的突变外，还可以通过一系列影响隔膜形成的其它遗传 重组或者突变来形成无核微细胞，例如枯草芽胞杆菌（B.subtilis）中的divIVB1 （Reeve和Cornett,1975;Levin等,1992）。也可以通过细胞分裂/染色体分离 相关蛋白质的基因表达水平的扰乱来形成无核微细胞。例如，minE的过量表 达会引起极分裂和微细胞的产生。相似地，染色体减少的微细胞可以由于染 色体分离中的缺陷而形成，例如枯草芽胞杆菌（Bacillus subtilis）中smc突变 （Britton等,1998）、枯草芽胞杆菌（B.subtilis）中spoOJ的缺失（Ireton等， 1994）、大肠杆菌（E.coli）中mukB的突变（Hiraga等，1989）以及大肠杆 菌（E.coli）中parC的突变（Stewart和D’Ari，1992）。基因产物可以在反式 中得到补充。例如，当由高拷贝数质粒过量表达CafA时，其可以增强细胞分 裂速率和/或抑制复制后染色体的分离（Okada等，1994），从而形成链细胞和 无核微细胞（Wachi等，1989；Okada等，1993）。

微细胞与某些情况下自然产生和释放的小囊泡是不同的，与微细胞相比， 这些小囊泡的产生不是由于特异基因的重组或者游离基因的表达。这种小泡 的其它例子是细菌泡囊（bleb），其是小的膜囊泡（Dorward等，1989）。例如， 已经在农杆菌属（Agrobacterium）、芽胞杆菌属（Bacillus）、包特菌属 （Bordetella）、埃希氏菌属（Escherichia）、奈瑟球菌属（Neisseria）、假单胞 菌属（Pseudomonas）、沙门氏菌属（Salmonella）和志贺菌属（Shigella）的 许多菌种内观察到了泡囊。例如，可以通过调节生长环境（Katsui等，1982） 和通过使用外膜去稳定剂（Matsuzaki等，1997）来产生细菌泡囊。

由于原核细胞内的质粒复制是独立于染色体复制的，因此质粒在前面所 述的异常细胞分裂中可以分裂进入正常子细胞和微细胞中。这样，从重组 min-大肠杆菌（E.coli）衍生得到的微细胞携带显著数目质粒复制，具有除染 色体外的全部细菌细胞组分，并已经用于例如质粒编码基因体外表达的研究 中。参见Brahmbhatt（1987）、Harlow等（1995）以及Kihara等（1996）。例 如Brahmbhatt（1987）证明大肠杆菌（E.coli）微细胞可以携带插入20kb DNA 的重组质粒，而不含有任何染色体DNA，并能够同时表达9个或者更多重组 蛋白。

最近的一份专利申请PCT/IB02/04632（这里作为参考文献整体引用）描 述了含有治疗性核酸分子的重组完整微细胞。这样的微细胞是在体内和体外 将寡聚核苷酸和多聚核苷酸传递给寄主细胞的有效载体。因此，它们对于引 入核酸分子是特别有用的，该核酸分子通过转录和/或翻译来改善或者治疗疾 病或者修饰与目的物的特定细胞类型、组织或者器官相关的特性。

在体内，微细胞的应用，通常需要高纯度的微细胞，特别涉及活的亲代 （parent）细菌，游离内毒素和细胞残片（包括死亡的亲代细胞、膜残片、核 酸和细胞内组分），其可能在被免疫的寄主体内引起炎症反应。而且，微细胞 在商业药物产品中的应用需要纯化微细胞的方法以符合国际药物标准。迄今， 传统的微细胞纯化方法普遍不能令人满意。

传统的技术要求（a）低速离心以降低亲代细菌的生物负载，和（b）在 甘油、蔗糖或者珀可（percoll）的梯度中差速沉淀。起始的低速差速离心通 常会降低亲代细胞100倍，而将50%～70%的微细胞留在上清中。接下来的两 个差速沉淀循环会产生具有每10⁶～10⁷微细胞大约有一个繁殖细胞（vegetative  cell）这样纯度的微细胞制备物。Frazer和Curtiss（1975）对这样的传统方法 进行了综述，Reeve（1979）、Clark-Curtiss和Curtiss（1983）以及美国专利 No.4,311,797（Khachatourians）也对其进行了描述。

通过传统的纯化方法所得到的纯度不能够适合所有体内的应用，某些应 用需要大于10⁶个微细胞或者甚至10¹⁰个微细胞的剂量。按照前面所提到的 污染率，每个剂量会转入10,000个活的亲代细胞。这种污染水平将是致命的， 特别对于有免疫缺陷的患者，例如癌症或者爱滋病（AIDS）患者。例如，痢 疾志贺菌（Shigella dysenteriae）、肠炎沙门菌（Salmonella enteritidis）和单核 细胞增多性李氏杆菌（Listeria monocytogenes）生物的ID₅₀（50%被感染人群 的感染剂量）分别为大约10、1000和10。而且，之前的研究已经报道亲代 细胞的污染水平会随不同的细菌种类而变化（Clarke-Curtiss和Curtiss，1983）。 这样，在PCT/IB02/04632中所描述的基因治疗应用可以采用从一系列革兰氏 阴性菌和革兰氏阳性菌衍生而来的微细胞，并要求微细胞实质上没有活的亲 代细菌细胞的污染。因此，传统的微细胞纯化方法并不适合cGMP（当前的 良好操作规范）微细胞生物药剂操作的质量控制。

由于附带的缺陷，传统纯化方法所采用的形成梯度的介质（珀可、蔗糖 和甘油）不适合体内使用。珀可是有毒的，因此，其被限定在“仅供研究目 的”的范围内。蔗糖具有高梯度渗透性，这可能引起微细胞的生理变化。事 实上，本发明的发明人已经确定对微细胞进行渗透压休克的结果是结构上发 生变形。甘油粘性很大并且很难从微细胞悬浮液中完全去除。因此，尽管这 些密度梯度介质能够有效地分离细胞和细胞器或者组分，但它们不适合用于 分离人类临床应用所指定的生理细胞。

已经开发一些方法来改进传统的微细胞纯化技术。一种方法是使用携带 染色体recA突变的亲代细胞，并用低剂量的紫外（UV）射线进行处理（Sancar 等，1979）。这种方法的原理是，UV射线会倾向于降解染色体DNA，因为其 具有大的目标体积，相比于小质粒DNA。然而，用于基因治疗的重组微细胞 和疫苗的应用必须没有任何突变，例如UV射线等非特异突变方法不能够确 保所有的质粒DNA保持未突变状态。

另一个改进微细胞纯化的方法是通过抑制细菌细胞壁合成来进行，例如 通过使用氨苄青霉素或者环丝氨酸，或者通过对需要二氨基庚二酸（DAP） 的菌株DAP进行饥饿处理（Clarke-Curtiss和Curtiss，1983）。这种方法也有 一些缺陷。首先，许多用于基因治疗的重组质粒会带有氨苄青霉素抗性标记， 这会使亲代细胞带有质粒氨苄青霉素抗性。第二，许多体内微细胞的应用需 要使用来自若干不同细菌菌种的微细胞，其中有许多对需要DAP的突变是不 敏感的。第三，不希望大规模使用抗生素，因为会有产生抗生素抗性细菌的 伴随风险。

最近，报道了一种解决上述关注问题的纯化微细胞的新方法（PCT/IB02/ 04632）。这种新方法结合横流过滤（进料流与膜表面平行；Forbes，1987） 与端点过滤（进料流与膜表面垂直）以达到超过10^-7（也就是，每10⁷个微细 胞中有少于1个亲代细胞）甚至10^-9的微细胞纯度。可以选择的是，在过滤 结合之前可以进行低离心力的差速离心，以去除细菌细胞的某些部分从而浓 缩微细胞的上清液。

尽管这种过滤方法克服了传统微细胞纯化技术所带有的缺点，但其仍然 具有缺陷。首先，横流过滤导致微细胞的显著损失，这增加了加工工艺的成 本。另外，由过滤方法得到的微细胞制备物含有某些细菌内毒素，当注射到 体内时，会引起轻微休克（mild shock）。最后，当使用过滤方法时，微细胞 的纯度也会在不同批次之间有所不同。

因此，需要一种纯化细菌微细胞的方法，其能够在使用生物上相容的基 质时，最大化微细胞产率和纯度。

发明的简要说明

针对这些和其它的需要，本发明提供一种纯化细菌微细胞的方法，其包 括在生物上相容的基质中对含有微细胞的样品进行密度梯度离心。该方法还 可选择包括初步差速离心步骤。

本发明还提供一种纯化细菌微细胞的方法，其将在生物上相容的基质中 密度梯度离心与过滤相结合。

另一方面，本发明提供一种微细胞纯化的方法，其中将含有微细胞的样 品置于诱导亲代细菌细胞具有丝状形态的环境中，然后对样品进行过滤以从 亲代细菌细胞中分离微细胞。

另一方面，本发明提供一种微细胞纯化的方法，其包括（a）在生物上相 容的基质中对含有微细胞的样品进行密度梯度离心，（b）将样品置于诱导亲 代细菌细胞具有丝状形态的环境中，然后（c）过滤样品以得到纯化的微细胞 制备物。

本发明方法可选择包括一个或更多步骤以从纯化的微细胞制备物中去除 内毒素，和/或者用抗生素处理纯化的微细胞制备物。

最后，本发明提供按照前述方法制备的纯化的微细胞制备物。优选地， 纯化的微细胞制备物中每10⁷、10⁸、10⁹、10¹⁰或者10¹¹个微细胞中含有少于 1个杂质亲代细菌细胞。同样优选地，纯化的微细胞制备物实质上不含有内 毒素和细胞残片（包括死亡的亲代细胞、膜残片、核酸和细胞内组分），其可 能在免疫的寄主体内引起炎症反应或内毒素性休克。

附图的简要说明

图1描述一种方法，其中本发明的微细胞纯化技术与其它微细胞纯化方 法相结合。

图2表示鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium）minCDE菌株细菌（不同尺寸 范围）和由该菌株衍生而来的微细胞的扫描电子显微图。（A）显示小的亲代 细菌（1.1μm长）和微细胞（0.4μm直径），（B）显示较大的亲代细菌（1.32 μm长），（C）显示更大的亲代细胞（1.6μm长），和（D）显示亲代细胞和微 细胞的混合物，其中形成长度范围1μm～4μm。

图3A表示鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium）minCDE菌株亲代细菌在不同 NaCl浓度中孵育不同时间后的丝状化，其中，加入NaCl后，鼠伤寒沙门菌 [ENSm001]的线性化（1250倍放大）。

图3B表示荧光显微图像，用于比较鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium） minCDE菌株细菌在不含NaCl的培养基中孵育4小时（左图）与在含有5% NaCl情况下孵育4小时后所形成的细菌丝状物（右图）的大小，其中，盐诱 导的鼠伤寒沙门菌（S typhimurium）ENSm026线性化。

图4A表示亲代大肠杆菌（E.coli）minCDE菌株细菌在不同NaCl浓度 中孵育不同时间后的丝状化，其中，加入NaCl后，大肠杆菌的线性化（1250 倍放大）。

图4B表示荧光显微图像，用于比较大肠杆菌（E.coli）minCDE菌株细 菌在不含有NaCl的培养基中孵育4小时（左图）与在含有5%NaCl情况下 孵育4小时后所形成的细菌丝状物（右图）的大小，其中，盐诱导的大肠杆 菌（E.coli）线性化。

图5A～C表示使用生物上相容的基质，如Optiprep，进行实施例3所述 密度梯度离心的三个连续的阶段。通过第一密度梯度离心分离的微细胞粗制 备物（图5A）显示有污染物，也就是大量的细菌沉淀和在微细胞和细菌沉淀 之间形成条带的体积相对较小的细菌细胞。收集微细胞条带并进行第二 Optiprep梯度处理（图5B），显示更清晰的微细胞条带、小细菌细胞的更尖 锐的条带以及可以忽略的细菌沉淀。收集微细胞条带并进行第三Optiprep梯 度处理（图5C），显示微细胞的显著纯化。

图6A～C分别表示在微细胞的纯化过程中对微细胞（图6A微细胞纯化过 程中每一个阶段全部完整微细胞的计数）、活的细菌细胞（图6B微细胞纯化 过程中每一个阶段全部活细菌的计数）和内毒素（EU，图6C微细胞纯化过 程中每一个阶段总内毒素）的计数。X轴上显示在纯化过程收集样品用于分 析的不同阶段。实施例5描述实验的细节。每个数值是三个样品的平均值， 每个样品采集来自单独的纯化过程。显示标准误差。

优选实施方式的具体描述

本发明人已经确定生物上相容基质的使用可以改进传统的微细胞纯化。 在这方面，他们已经观察到通常使用的密度梯度基质，尽管从污染物中分离 微细胞是有效的，但经常会对微细胞有副作用。例如，传统的方法通常是用 30%的蔗糖梯度并需要2～3次重复的蔗糖梯度纯化以得到足够的纯度。将微 细胞暴露在高渗透压下最多两小时，可能会引起微细胞的渗透压休克。本发 明人发现蔗糖梯度纯化的微细胞通常相对于通过其它方法纯化的微细胞有显 著变形。推测该变形是由于膜的去稳定化，这使得过量流体进入微细胞。这 种膜去稳定化，及其伴随的膜多孔性的增加，也会使包括治疗性核酸的胞质 物质从微细胞中流出。

因此，一方面，本发明设计一种微细胞纯化方法，其包括通过在生物上 相容的基质中密度梯度离心将微细胞从亲代细菌细胞和其它污染物中分离。 离心后，从梯度中收集微细胞条带，并且，可选择地，可以将微细胞进行进 一步密度梯度离心循环以最大化纯度。该方法可以进一步包括对含有微细胞 的样品进行差速离心的初步步骤。在低离心力下进行时，差速离心将去除某 部分亲代细菌细胞，进而浓缩上清中微细胞含量。

本文所使用的“生物上相容的基质”是指不会负面影响微细胞生理学或 者形态学的基质。优选地，生物上相容的基质也不负面影响寄主细胞的生理 学或者寄主器官的生理学。因此，“生物上相容”的含义是相互关联的。例如， 某种基质可能对一种类型的微细胞是生物上相容，但对另一种却是有毒的。 优选生物上相容的基质是等渗并且无毒的。

OptiPrep^TM（Axis-Shield PLC,Dundee,苏格兰）是碘克沙醇的60%（w/v） 无菌水溶液（5-5’-[(2-羟基-1-3-丙二基)-双(乙酰氨基)]双[N,N’-双(2,3二羟丙基 -2,4,6-三碘-1,3-苯甲酰胺)），其构成生物上相容的基质的一个高度优选实施 例。研究人员已经广泛地使用OptiPrep^TM和其它相似的密度梯度基质以纯化 哺乳细胞和细胞器以及膜泡、病毒、蛋白质、核酸和脂蛋白。“密度梯度基质 应用与产品2002”（Density Gradient Media.Applications and Products）， Axis-Shield PLC,Dundee,苏格兰，对这些应用进行了综述。然而，这些基质 在以前并没有应用于纯化细菌衍生的微细胞。事实上，在本发明人发现其它 的基质对微细胞生理学和形态学有负面作用之前，还没有认识到需要生物上 相容的基质来纯化微细胞。

由于OptiPrep^TM，可以使用预成型的梯度，或者通过离心在原位形成梯 度（自我生成梯度）。预成型梯度可以是连续或者不连续的梯度。OptiPrep^TM预成型梯度的形成，是将适当浓度的溶液逐层加入离心管中，封住离心管顶 部并且在扩散过程中以侧面放置从而使溶液扩散。使用OptiPrep^TM制备等渗 密度梯度取决于用适当的稀释溶液稀释OptiPrep^TM溶液来制备梯度溶液。稀 释溶液和渗透压平衡剂的选择是普通技术或专业技术人员已知的。

另一方面，本发明将在生物上相容的基质中密度梯度离心与过滤步骤相 结合。例如，如图1所示，密度梯度离心可以全部引入连续的过滤方法中。 在PCT/IB02/04632中描述一种这样的连续过滤方法。简要地，这种方法结合 了横流过滤（进料流与膜表面平行）与端点过滤（进料流与膜表面垂直）。选 择地，在这种组合之前，可以在低离心力下差速离心以去除某些部分亲代细 菌细胞，进而富集微细胞上清液。另外选择地，可以在这种结合后，进行抗 生素处理以杀死残余的亲代细菌细胞。

取决于过滤孔大小的横流过滤可以从例如亲代细菌细胞的较大污染物和 例如细菌泡囊、游离内毒素、核酸、细胞残片和过量液体的较小污染物中分 离微细胞。为了从较大污染物中分离微细胞，横流过滤器的额定孔径大小应 该能够使微细胞而不是大的细菌细胞穿过。为了此目的，优选0.45μm的孔 径，因为微细胞的直径大约为0.4μm，而细菌细胞更大。为了从较小污染物 中分离微细胞，横流过滤器的额定孔径大小应该能够使得较小的污染物而不 是微细胞通过滤器。为此目的，优选0.2μm的孔径，因为细菌泡囊的直径在 0.05μm～0.2μm范围内，其它较小污染物小于0.2μm。

本文中横流过滤的有效应用通常需要涉及大约0.45μm较大孔径的至少 一个步骤，然后大约0.2μm较小孔径的至少一个步骤。在连续横流过滤步骤 中或者之间，可以进行渗滤以使微细胞的回收最大化。在渗滤过程中，保持 体积恒定并使用超滤膜以保留需要的颗粒（这种情况下为微细胞），而去除不 需要的更小的溶解物和颗粒。

使用横流过滤需要携带例如细菌培养物这样颗粒物质重负荷的悬浮液， 其每升培养物至少带有10¹¹～10¹³的细菌和微细胞数。为了最小化过滤污染和 随后微细胞的损失，可以稀释细菌/微细胞培养物，优选5倍～10倍稀释。稀 释也使得可以应用适当低的泵压和流速。

为了去除横流过滤后残留的残余亲代细菌细胞，可以进行末端过滤。为 了这个目的，优选使用至少一个孔径为大约0.45μm的末端过滤。

在一个实施方式中，微细胞纯化方法将在生物上相容的基质中密度梯度 离心与使用孔径为小于或等于大约0.2μm至少一个过滤器的过滤步骤进行结 合。

在另一个实施方式中，微细胞纯化方法将在生物上相容的基质中密度梯 度离心与使用孔径为大约0.45μm过滤器的末端过滤步骤进行结合。

本发明人还发现，在过滤前，诱导亲代细菌细胞采取线状形态可以显著 地提高对微细胞的纯化。尽管细菌细胞的长度为至少1μm，但是因为微细胞 和亲代细胞具有相同的直径（平均为0.4μm），某些细菌细胞可以通过几乎不 容纳微细胞的过滤孔（例如0.45μm的横流或者末端过滤器的孔）。当一个椭 圆形细菌细胞与过滤器垂直时，可以发生这种情况。然而，由细菌细胞端对 端连接所组成的细菌细胞丝不能够通过这样的过滤器。

因此，发明的另一方面需要诱导污染的亲代细菌细胞在过滤前形成丝状 物。通过将微细胞悬浮物置于可以诱导在亲代细胞中压力反应的环境条件中 而实现。这种条件对于本领域技术人员是已知的，并包括无氧条件、营养限 制条件和非正常渗透条件。高渗的基质对于诱导丝状化是特别有用的。在一 个实施例中，为微细胞悬浮液补充胰蛋白酶消化大豆培养基（TSB）（培养 基），其中含有5%的NaCl（压力诱导剂）。在这种压力诱导条件下，细胞不 能在细胞分裂过程中完全被隔膜分开，并且形成由多个细胞组成的长细菌丝。

本发明优选的实施方式采用细菌丝状化来提高微细胞纯度。因此，一方 面，本发明提供一种微细胞纯化方法，其包括步骤（a）对含有微细胞的样品 在生物上相容的基质中进行密度梯度离心，和（b）将含有微细胞的样品置于 诱导亲代细菌细胞具有丝状形态的环境中，然后（c）过滤样品以得到纯化的 微细胞制备物。

本发明人进一步发现内毒素的去除能够改善微细胞制备物。在小鼠的体 内研究中，他们观察到由于使用含有残余内毒素的微细胞制备物所引起的轻 微休克。因此，可用的微细胞制备物优选实质上不含内毒素，意味着其含有 临床上可忽略水平的内毒素，或者不会在患者体内引起炎症反应或内毒素休 克的水平。

去除内毒素的方法在本领域中是已知的。一个示例方法使用抗类脂A抗 体包被的磁珠（例如Dynabeads^TM;Dynal biotech,Oslo,Norway）。抗体包被的 磁珠可以在管中与微细胞悬浮液混合，并进行孵育以使抗体通过其类脂A部 分结合到游离的脂多糖（LPS）上。接着将带有悬浮液的管放置于磁架上以 固定抗类脂A-脂多糖复合的磁珠，然后收集微细胞。进行使用新珠孵育的多 次循环以达到期望水平的纯度。

单克隆抗体对于去除游离的内毒素是有用的，其结合到LPS的深层多糖 部分中的抗原决定基。并不认为LPS的深层多糖部分暴露于细菌膜表面。因 此，直接针对LPS这个部分的抗体不会结合到细菌细胞结合的LPS上。使用 前，应该检测这些抗体以确保它们没有与LPS的细胞表面暴露组分发生交叉 反应。

由于细菌内毒素引起副作用的潜能，优选的微细胞纯化方法包括一个或 更多将其去除的步骤。因此，一方面，发明提供一种微细胞纯化方法，其采 用在生物上相容的基质中进行密度梯度离心的步骤，然后进行一个或者多个 步骤以从所得到的富集的微细胞制备物中去除内毒素。如前所述，更优选地， 该方法包括一个或者多个过滤步骤。

这里所描述的微细胞纯化技术可以采用各种结合以获得期望纯度的制备 物。优选的方法包括密度梯度离心和过滤的结合。优选的方法还包括压力诱 导亲代细菌细胞的丝状化，然后进行过滤，和去除微细胞制备物中的内毒素。 应用所有这些技术的一个方法实施例（在图1中示意描述）如下：

步骤A：对生产微细胞的细菌细胞培养物进行差速离心。该步骤可以在 2000g下进行20分钟，去除大部分亲代细菌细胞而将微细胞留在上清中。

步骤B：使用等渗无毒的密度梯度基质进行密度梯度离心。该步骤将微 细胞从许多包括亲代细菌细胞的污染物中分离出来，而损失较少的微细胞。 优选地，在纯化方法中重复这个步骤。

步骤C：通过0.45μm过滤器进行横流过滤以进一步减少亲代细菌细胞 污染物。

步骤D：对残余亲代细菌细胞进行压力诱导丝状化。通过将微细胞悬浮 液置于任何压力诱导环境的条件下而实现。

步骤E：抗生素处理以杀死亲代细菌细胞。

步骤F：横流过滤以去除小污染物，例如膜泡、膜碎片、细菌残片、核 酸、基质成分等，并对微细胞进行浓缩。可以使用0.2μm过滤器以从小污染 物中分离微细胞，以及采用0.1μm过滤器来浓缩微细胞。

步骤G：末端过滤以去除线状的死亡细菌细胞。该步骤可以采用0.45μm 过滤器。

步骤H：从微细胞制备物中去除内毒素。该步骤可以使用抗类脂A抗体 包被的磁珠。

本领域的技术人员可以对这些步骤进行改变并结合其它的纯化步骤，而 与这里所描述的原理相一致。

前面的纯化细菌微细胞的方法提供用于体内应用的微细胞制备物，如 PCT/IB02/04632所述的那些。这些制备物中，每10⁷个微细胞含有少于1个 污染的亲代细菌细胞，优选每10⁸个微细胞含有少于1个污染的亲代细菌细 胞，更优选每10⁹个微细胞含有少于1个污染的亲代细菌细胞，更优选每10¹⁰个微细胞含有少于1个污染的亲代细菌细胞，还更优选每10¹¹个微细胞含有 少于1个污染的亲代细菌细胞。优选地，所有污染的亲代细菌细胞都是死亡 的，而且这些制备物不含有任何活的亲代细菌细胞。也优选地，纯化的微细 胞制备物实质上不含有内毒素和细胞残片（包括死亡的亲代细菌、膜碎片、 核酸和细胞内组分）。如前面解释的，如果微细胞制备物含有临床上可忽略水 平的内毒素，或者是在患者体内不引起炎症反应或内毒素休克的水平，其实 质上不含有内毒素。相似的，如果微细胞制备物含有临床上可忽略水平的细 胞残片，或者是在患者体内不引起炎症反应，其实质上不含有细胞残片。

参考后面的说明性实施例，有助于对本发明有更完整的理解。

实施例1：未使用本发明技术的过滤的不一致性

本实施例说明使用纯化微细胞的过滤方法，但是未利用本发明技术，产 生不一致的结果。

使用扫描电子显微镜（SEM）对鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium）、大肠杆 菌（E.coli）和弗氏志贺菌（Shigella flexneri）产生微细胞的突变细菌株进行 分析，以确定细菌细胞和微细胞的大小。按照下面的方法进行高分辨率扫描 电子显微镜分析。细菌培养物在胰蛋白酶消化大豆培养液（TSB）（从Bacto  Labs，Liverpool，NSW，澳大利亚购买的BBL brand）中生长。按照手册的 指导制备30mg/l的培养液，并在121℃下高压灭菌15分钟。液体培养物在振 荡孵育箱中37℃生长过夜。为了改变溶液，细胞在13,000转/分钟下离心20 分钟，弃掉上清，使用漩涡搅拌器将细胞重新悬浮在新试剂（在下面描述） 中。这样洗去细胞上的离子和生物材料，并将其留下悬浮在小体积的蒸馏水 中。试剂的顺序是：（a）1ml蒸馏水-重新沉淀，（b）1ml蒸馏水-重新悬浮， （c）将250μl置于干净的铜样品盘上，（d）30℃下干燥过夜，（e）在显微镜 分析前在Xenosput清洁真空溅射喷涂仪中使用2nm铬金属沉积进行覆盖。使 用3千伏射束能量的Hitachi S-900Field Emission扫描电子显微镜（University  of New South Wales,NSW,澳大利亚）对被覆盖的样品进行检测。使用 ImageSlave数字转换器记录不同放大倍数的数字图像。

结果表明（图2A～D提供鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium）minCDE菌株 的代表图像）亲代细菌细胞长度在0.9μm～4μm范围内，宽度在0.4μm～0.5μm 范围内。按照图1左边所列出的过滤步骤，某些批次表现出残余的细菌污染。 这些污染细菌比较小，也就是大约0.9μm长。这说明某些与微细胞宽度大约 相同的小体积细菌（图2A）可以穿过0.45μm的横流和末端过滤器。

实施例2：去除小细菌-转化为细菌丝状物

该实施例证明在过滤前诱导细菌成丝状会改善微细胞纯化过程。

针对实施例1中所描述的问题，设计了一项研究，使残余的小体积亲代 细菌实质上大于末端过滤器0.45μm孔径。在细菌生长环境中的诱导压力条 件能够在细菌细胞分裂过程中阻止完全的分离，导致形成细菌丝状物。

本研究表明高渗细菌培养基（压力诱导剂）可靠地诱导鼠伤寒沙门菌（S. typhimurium）和大肠杆菌（E.coli）生长微细胞的细菌株的线性化。所有细 菌都生长在维持在-80℃下的甘油储液。鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium）和大 肠杆菌（E.coli）菌株在胰蛋白酶消化大豆培养基（TSB）（从Bacto Labs， Liverpool，NSW，澳大利亚购买的BBL brand）中生长。按照手册的指导制 备30mg/l的培养液，并在121℃下高压灭菌15分钟。液体培养物在振荡孵育 箱中37℃生长过夜。将过夜的细菌培养物在新鲜的TSB中按1:5,000稀释并 生长至OD_600nm达到0.2。培养物分成10个5毫升后装在无菌小瓶中，并在每 个小瓶中加入预先高压灭菌的无菌NaCl以使得每个小瓶中最终NaCl浓度 （质量/体积）为0%（对照）、2%、3%、4.5%、5%、5.5%、6%、7%以及8%。 培养物在37℃下静止孵育并得到2小时、4小时、8小时以及24小时的样品。 同样在0小时取出对照样品以进行显微观察。在13,200转/分钟下对样品进行 离心，这样细菌/微细胞重新悬浮在蒸馏水中。每个样品取一滴置于载玻片上， 进行风干和热固定。使用95%乙醇清洗以进行革兰氏染色，接着使用革兰氏 番红完全覆盖1分钟，接着用水清洗。使用Leica Model DMLB光显微镜对 载玻片进行显像，使用Leica数码相机和Leica IM图像管理软件进行图像分 析。在放大40倍或者通过油浸放大100倍的情况下观察样品。

将上述实验重复4次，以确定结果的可靠性，也对一系列对照进行变动。

结果（图3A～B和4A～B）显示，随着NaCl浓度的增加，细菌细胞形成 由2～20个球杆菌末端互相连接成的丝状物。在2%～3%的NaCl浓度范围内， 丝状化是可变的（图3A和4A），因为一些细菌细胞即使经过更长的孵育周期 也不能形成丝状物。然而，在4%～5%的NaCl中细菌细胞很可靠地变成了丝 状物（图B和B）。在4%～5%的NaCl中，丝状化优选的孵育时间是大约4 小时，通常不需要进一步孵育到24小时。5.5%～8%更高的盐浓度会降低丝状 物的形成。通过在TSB琼脂平板上稀释涂板以确定每个样品细菌数目变化的 初步研究，显示在较高盐浓度（5.5%～8%NaCl）下，显著数目的细菌细胞被 杀死，这可能是解释在这些NaCl浓度下观察到丝状物减少的原因。

使用LIVE/DEAD BacLight细菌存活试剂盒（Bacterial Viability Kit） （Molecular Probes,Eugene,OR,美国），对不同NaCl浓度对细菌细胞存活能 力的影响进行确定的研究。该试剂盒采用两种核酸染料，绿色荧光染料和红色荧光碘化丙啶染料。这些染料在渗透健康细菌细胞能力方面有所 不同。SYTO9染料可以标记活的或者死亡细胞。相反，碘化丙啶（PI）只能 渗透膜受损的细菌，当两种染色都存在时，会降低SYTO9的荧光。因此， 具有完整膜的活细胞发出绿色荧光，而膜受损伤的死细胞发出红色荧光。重 复上述关于盐诱导丝状化的实验，并得到在各种NaCl浓度中0小时、2小时、 4小时、8小时以及24小时的样品。在13,200转/分钟下离心样品，弃掉上清， 将细菌/微细胞沉淀重新悬浮在100μl BSG中。在每个样品中加入0.5μl SYTO9/PI的50/50混合物，孵育15分钟。在13,200转/分钟下离心样品，弃 掉上清，将沉淀重新悬浮在100μl蒸馏水中。每个样品取一滴置于载玻片上， 进行风干，然后用1滴BacLight Mounting Oil进行覆盖。使用Leica Model  DMLB光显微镜对每个样品显像，使用Leica数码相机和Leica数字图像管理 软件进行图像分析。在放大40倍或者油浸放大100倍的情况下观察样品。

结果显示（没有提供彩色照片），在5.5%和更高浓度NaCl中，显著数目 的细菌细胞显红色荧光（死亡细胞），在7%和8%浓度NaCl中，几乎所有的 细菌细胞在孵育两小时内死亡。这个结果说明，在4%～5%的NaCl中孵育4 小时是达到丝状化的上限。孵育两小时后，活细菌细胞变成丝状物。然而， 当孵育时间增加时，丝状物表现红色荧光，说明甚至4%～5%的NaCl对细菌 细胞是足够的压力，它们在生长几代后开始死亡。由于这种压力在细菌细胞 分裂过程中表现出抑制完全的分隔，其足以允许细菌丝状物的形成。这个数 据也解释了在较高盐浓度下无法达到丝状化的原因：这种压力是有害的，其 抑制细菌的生长和细胞分裂，并导致细胞死亡。

实施例3：使用生物上相容的密度梯度基质，将完整的微细胞从亲代细 菌和其它污染物中分离出来。

在对细菌细胞/微细胞培养物进行差速离心后，通过使用生物上相容的基 质的密度梯度离心去除了显著数目的细菌细胞污染物。OptiPrep^TM（Axis- Shield PLC,Dundee,苏格兰）是碘克沙醇60（w/v）%的水溶液(5-5’-[(2-羟基 -1-3-丙二基)-双(乙酰氨基)]双[N,N’-双(2,3二羟丙基-2,4,6-三碘-1,3-苯甲酰 胺))，其构成生物上相容的基质。在25ml聚丙烯的干净离心管（Livingstone  International Pty Ltd,Sydney,澳大利亚）中制备6%～12%的梯度，将1ml微 细胞/细菌细胞悬浮物分层在每个梯度上。将离心管在2,000g/20分钟下离心。 从离心管中收集23份1ml的样品，并使用放大100倍的油浸样品的光学显 微镜进行分析。如图5A所示，结果显示三个主要部分。最上部分主要含有 带有污染细菌细胞和细菌泡囊的微细胞。较低的第二部分主要含有细菌细胞， 但是其长度比微细胞长大约2～3倍。沉淀主要含有细菌泡囊。

收集粗制的微细胞悬浮液（上层带，图5A），在Eppendorf离心管中13,200 转/分钟离心30分钟。将沉淀重悬浮在2ml的无菌BSG中，并在上述 OptiPrep^TM梯度中重新进行一次。结果（图5B）表明，具有相对较小的细菌 沉淀，中间条带清晰很多，以及微细胞条带看起来很明显。通过如上光学显 微镜分析管中所有区域（2ml体积），除了微细胞带似乎带有非常少的细菌污 染物外，结果是相似的。如前述收集微细胞条带，并在上述OptiPrep^TM梯度 中重新进行一次。结果是一个清晰的条带（图5C），当进行显微技术分析时， 显示存在大部分带有非常少的细菌污染物的微细胞。该实验重复了10次，得 到相似的结果。

实施例4：在纯化的完整微细胞制备物中显著降低游离内毒素

革兰氏阴性菌的内毒素是脂多糖（LPS）分子，其具有三个不同的结构 域，分别为类脂A、中心寡聚糖以及O-多聚糖。类脂A与核心低聚糖含有内 毒素核心并且在不同革兰氏阴性细菌中是相对保守的。类脂A是内毒素的有 毒部分，并在所有LPS中都与核心低聚糖共价连接（Reitschel等,1991）。

从纯化的微细胞制备物中去除残余的游离内毒素如下所述。蛋白G包被 的磁珠（Dynal Biotech,Oslo,挪威）共轭到山羊抗类脂A多克隆抗体上 （Biodesign,Saco,Maine,美国）。这种抗体是可以与包括鼠伤寒沙门菌（S. typhimurium）的不同革兰氏阴性菌LPS种进行交叉反应。将0.5ml0.1M钠- 磷酸缓冲液（pH5.0）中清洗3次的Dynabeads磁珠-蛋白质G与抗类脂A抗 体孵育（在4℃下轻轻混合过夜），进行共轭反应。用0.5ml0.1M钠-磷酸缓 冲液（pH5.0）对Dynabeads磁珠-蛋白质G/抗类脂A抗体的共轭物清洗3次 以去除过量抗体。将共轭物再悬浮在300μl相同缓冲液中，使用50μl来处理 500μl纯化的微细胞悬浮液以去除游离内毒素。在4℃下进行共孵育1个小时， 然后将管子置于磁体（Dynal）上并收集微细胞上清液。使用新鲜的Dynabeads 磁珠-蛋白质G/抗类脂A抗体的共轭物进行3次处理以确保最大限度地去除 残余的游离内毒素。

实施例5：对微细胞纯化全部过程中微细胞、细菌细胞和内毒素的数目 进行计数

设计这项实验是为了确定微细胞纯化过程中关于微细胞产率、亲代细菌 数目降低以及游离内毒素降低的动力学。将整个纯化程序进行3遍，并在下 面列出的12个步骤中收集样品。使用流式细胞分析仪（Flow Cytometry），对 每个样品进行分析微细胞和细菌细胞的数目，以及在琼脂平板上进行存活量 计数。而且通过LAL实验确定每个样品的内毒素单位（EU）（Charles River  Laboratories,Inc.Wilmington,MA,美国），由澳大利亚Microbiology Services  Pty Ltd公司（悉尼,澳大利亚）进行。以下是全部纯化过程的简单介绍。

将携带高拷贝数目质粒（核酸标记）的重组鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium） minCDE菌株在37℃/振荡下25ml胰蛋白酶消化大豆培养基（TSB）中培养过 夜。接着将6个各自含有1L TSB的烧瓶中接种2ml过夜培养物并在37℃/振 荡下进一步孵育（样品1）。将培养物在台式离心机中2000g/20分钟进行差速 离心以沉淀显著数目的细菌细胞。收集上清（样品2）并将其通过0.1μm的 横流过滤器以进行浓缩。进一步在Eppendorf离心管13,200转/分钟/60分钟 离心进一步浓缩悬浮物，将微细胞/细菌细胞沉淀再悬浮在16ml无菌BSG中 （样品3）。在干净的25ml聚丙烯离心管（Livingstone International Pty Ltd, Sydney,澳大利亚）中使用一种生物上相容的基质OptiPrep^TM（Axis-Shield  PLC,Dundee,苏格兰）制备16个密度梯度（6%～12%），然后将1ml微细胞/ 细菌细胞悬浮物分层在每个梯度中。将管子在2000g/20分钟下进行离心，并 用注射器从每管的上部收集微细胞带（图5A）。收集大约24ml粗制的微细胞 悬浮液（样品4），并在Eppendorf离心管中进行13,200转/分钟/30分钟离心。 将沉淀重悬浮在12ml无菌BSG中，并在12个OptiPrep^TM梯度如上重复处理。 如前述收集微细胞带（图5B）（样品5），并在4个OptiPrep^TM梯度如上重复 处理。其结果是每个管中有一个清晰的扩散微细胞带（图5C），并进行收集 （样品6）。将微细胞悬浮液加入到1L的TSB中，并孵育2小时37℃/静置， 以激活污染细菌细胞（样品7）。在悬浮液中加入NaCl（终浓度为5％（质量 /体积）），以向活的细菌细胞施加压力并抑制细胞分裂过程中隔膜形成过程。 将悬浮液孵育2小时37℃下/静置，以确保大部分污染细菌细胞转化成细菌丝 状物（样品8）。在悬浮液中加入广谱抗生素、庆大霉素（200ug/ml）和卡那 霉素（200ug/ml）并在37℃下孵育过夜以杀死全部的活细菌细胞（样品9）。 将悬浮液通过0.2μm的横流过滤器以进行缓冲液置换，并在无菌BSG中重新 建立悬浮液（样品10）。该过程去除所有小于0.2μm的污染物，例如游离内 毒素、裂解细菌和微细胞碎片、核酸和TSB营养成分。接着将溶液通过0.45μm 的末端过滤器将细菌丝状物从微细胞悬浮液中去除。将悬浮液通过100kDa 的横流过滤器浓缩为50ml，然后在13,200转/分钟/20分钟离心以沉淀微细胞。 弃掉上清，并将沉淀重悬浮在1ml无菌BSG中（样品11）。如实施例4所述， 使用与抗类脂A共轭的Dynabeads磁珠-蛋白质G抗体去除残余的游离内毒 素。这样得到样品12。

使用流式细胞分析仪对微细胞和细菌细胞进行计数如下所述。来自微细 胞纯化程序中的每一个样品进行适当的稀释以含有大约10⁸～10¹⁰个微细胞， 将250μl样品与3.3μM Syto9绿色荧光染料（Molecular Probes,Eugene,OR,美 国）孵育。这种染料渗入细菌细胞的完整和损伤的膜，并与内源的核酸结合， 形成绿色荧光的细菌细胞。在我们之前的研究中，我们已经表明其也可以渗 入微细胞膜并导致绿色荧光重组微细胞。在FACSCalibur流式细胞分析仪 （Becton Dickinson,San Jose,CA,美国）上，使用Cellquest识别和分析软件 （Becton Dickinson）对所有样品进行计数。使用检测515～545nm绿色荧光 “FL1”引发器上，基质流速仪上阈值为37V时，进行超过30秒的计数。FL1 PMT电压设置为550V。边角散射"SSC"PMT电压设定为524V。适当的样品 稀释液以每30秒5000～50000颗粒返回，最终颗粒数是5次重复的平均值。 根据微细胞和细菌在SSC和绿色荧光方面的差异来区分它们。

结果（图6A～C）显示，在纯化过程开始时，6L细菌/微细胞培养物含有 大约5×10¹²个微细胞（图6A），并随着纯化的程序发生逐级损失，最后有 大约5×10¹⁰个微细胞的产量。

在程序的开始，亲代细菌数目（图6B）与微细胞数目相似，也就是大约 5×10¹²个细菌。纯化过程的结果是在抗生素处理时去除超过1000倍的细菌 细胞。此时，微细胞与细菌细胞的比值超过100：1，因此使用流式细胞分析 仪测量法不能在所分析的样品中检测到细菌细胞。抗生素处理后，使用存活 平板计数仪分析的所有样品显示没有活细菌细胞的存在。对最终纯化的样品 中染色体组DNA的定量PCR分析表明，在10¹¹个纯化微细胞中有少于1个 亲代细菌细胞（死细胞）。

在每个样品中游离内毒素（图6C）的数目表明，纯化过程开始时，样品 含有大约10⁹个内毒素单位（EU）。在第三次梯度纯化步骤之后，EU降低到 大约10⁶（图6C；样品6）。一旦将微细胞/残余细菌细胞悬浮液在TSB中孵 育以进行盐诱导丝状化，EU会再升高（图6C，样品7-9），但是会在随后的 纯化步骤中降低到10⁴～10⁵个EU。

已知在水溶液中，由于类脂A部分是厌水的，而糖基部分（核心寡聚多 糖和O-核心寡聚多糖）是亲水的，因此发现纯化的LPS是作为游离的LPS 和作为胶束。这导致胶束，其中厌水的类脂A被覆盖，而亲水的糖基部分与 水环境相互作用。这些胶束已知以不同分子大小而存在，并可以达到几百万 个道尔顿。吸附到细菌细胞或者微细胞的LPS具有包埋在双层膜中的类脂A 部分，并且其不是内毒素。游离的LPS是内毒素，因为类脂A部分可以与哺 乳细胞膜相互作用，从而导致严重的内毒素效应。并不了解LPS胶束在体内 是否为内毒素。

本发明的微细胞对于体内治疗应用是有用的，因此纯化程序集中于去除 游离的LPS，也就是内毒素。然而，LAL分析检测所有三种形式的LPS：游 离形式（内毒素）、胶束形式（下面的研究表明其不是内毒素）以及结合于微 细胞表面（非内毒素）。相反，抗类脂-A抗体似乎只能结合并去除游离的LPS， 因为抗体结合抗原的位点不能够进入胶束或者完整微细胞中的类脂A，这是 因为抗原结合位点被包埋了。

实施例6：确定在纯化的微细胞制备物中游离内毒素的水平

为了对上述进行证明，进行系列进一步的实验来确定被LAL分析仪所实 际检测的LPS的形式。使用新鲜制备的Dynabeads磁珠-蛋白质G/抗类脂A 抗体共轭物，连续5次对纯化的微细胞制备物进行处理以去除游离的LPS， 并用LAL分析仪对每次纯化的下列样品进行分析：（a）纯化的微细胞悬浮液， 其被认为含有全部三种形式的LPS，也就是游离形式、胶束和结合到微细胞 膜表面，（b）回收的Dynabeads磁珠-蛋白质G/抗类脂A抗体共轭物，其被 推测含有结合游离形式LPS，（c）使用Dynabeads磁珠-蛋白质G/抗类脂A 抗体处理后，对微细胞悬浮液在13,200转/分钟/20分钟进行离心，得到的上 清。由于游离形式的LPS应该被抗类脂A所去除，结合到微细胞的LPS应该 存在微细胞沉淀中，所以推测其含有胶束形式的LPS，（d）（c）的沉淀形式， 其重悬浮于无菌的无热原BSG中。还包括一系列的对照，例如用Dynabeads 磁珠-蛋白质G/抗类脂A共轭物处理的纯化的鼠伤寒沙门菌（S.typhimurium） LPS（Sigma Chemical Company,St.Louis,MO,美国），以确定抗类脂A抗体 不能结合并去除游离形式的LPS、稀释的样品，以确保稀释液并不影响所观 察到的EU，等等。

正如所预料的，该结果显示（下表1）通过LAL分析仪所检测的大多数 EU与结合到微细胞表面膜的LPS（D列）相关，其不是如实施例7中体内研 究所观察到的内毒素。该结果与图6C（样品12）中所观察到的相似。上清（C 列）还含有显著数量的EU，假设这是LPS的胶束形式，因为每个样品先前 已经被Dynabeads磁珠-蛋白质G/抗类脂A共轭物处理过。在B列中发现有 趣的结果，其显示每次进行抗类脂A处理时，能够在纯化的微细胞制备物中 发现的游离形式LPS的量在20EU～45EU之间。这个值比目前批量释放的注 射药物内毒素标准350EU/剂量要低得多（Grandics，2000）。

表1

实施例7：对纯化的微细胞含有不显著水平的内毒素的体内证实

对纯化的微细胞制备物连续（三次）使用前面所述的Dynabeads磁珠-蛋 白质G/抗类脂A共轭物处理以去除内毒素。将各含有10⁹纯化的微细胞制备 物，也就是去除内毒素前、第一次、第二次和第三次内毒素除去步骤之后的 制备物，注入6周大的雌性无胸腺裸鼠的尾部静脉（每组5只小鼠）中。在 本实施例中所使用的小鼠是从Animal Resources Centre,Perth,WA,澳大利亚 购买的，同时所有动物实验按照实验动物看护和使用指南而进行，并由动物 人道协会所批准。该实验在EnGeneIC Pty Ltd（Sydney,NSW,澳大利亚）NSW 农业资格认证的小动物研究室（Agriculture accredited small animal facility）进 行。对小鼠进行4周时间的仔细观察以记录任何内毒素休克的迹象，例如， 发热、嗜睡、食欲和体重的减少以及后来的死亡。结果显示，如果没有经过 内毒素去除步骤，大部分小鼠会在最初12小时内快速发生发热和嗜睡。大部 分动物会在2周内死亡。接受第一次内毒素清除步骤后微细胞的小鼠是较稳 定的，并在最初的24小时内表现出轻微的发热。然而，小鼠在3天后恢复。 接受经过两轮和三轮内毒素去除的纯化微细胞处理的小鼠没有表现出负面影 响并保持健康。这说明，如果将微细胞在哺乳动物体内作为药物目的，这种 新型去除内毒素步骤是必需的。

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