一种五莲杨组织培养的培养基

摘要

本发明涉及植物组织培养领域，尤其是涉及一种五莲杨组织培养的培养基。该五莲杨组织培养的培养基包括初代培养基、去玻璃化培养基、增殖培养基和生根培养基，初代培养基为，添加25g/L蔗糖+5.5g/L琼脂粉的MS培养基；去玻璃化培养基为，添加0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6‑BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2(N)MS培养基；增殖培养基为，添加0.03mg/L NAA+0.4～0.5mg/L 6‑BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基；生根培养基为，添加0.05mg/L NAA+15g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2MS培养基。本发明采用的培养基，操作简单，显著降低五莲杨组织培养过程中玻璃化发生率，提高五莲杨组织培养繁殖率。

说明书

技术领域

本发明属于植物组织培养领域，尤其涉及一种五莲杨组织培养的培养基。

背景技术

五莲杨(Populus wulianensis)属于杨柳科(Salicaceae)，杨属(Populus)白杨派，为难生根树种，其又名昆嵛杨，为山东特有珍稀树种，主要分布于山东日照(五莲山)和烟台(昆嵛山、招虎山)等地，生于海拔300～500m山沟杂木林中，散生或形成片林。

无性繁殖技术在现代化林业可持续发展中具有重要作用，在杂交品种推广应用中，利用无性繁殖手段维持其遗传稳定性更具有极其重要的意义。但是，嫁接和扦插等无性繁殖技术的缺点是繁殖速度低、成活率低。利用组织培养方法繁殖杨属植物良种资源，可以在短时间内以较快的速度获得大量苗木，同时可以避免其种质资源遭受破坏。但是，在常规的杨属植物组织培养过程中，尤其白杨派植物的组织培养中，极易出现玻璃化现象。玻璃化现象是植物组织培养中特有的一种生理失调或生理病变，表现为试管苗呈半透明状、失绿、叶片皱缩卷曲、易碎。五莲杨在初代培养过程中出现玻璃化发生率为50％～80％，从初代培养中选取未玻璃化苗，接种于下一步的培养基中，仍会继续出现玻璃化现象，且玻璃化率高达50％左右。

发明内容

本发明提供一种五莲杨组织培养的培养基，培养基添加成分少，操作简单，可以减轻五莲杨在组织培养过程中出现的玻璃化现象。

为实现上述技术效果，本发明提供以下技术方案：

本发明提供一种五莲杨组织培养的培养基，其特征在于，包括初代培养基、去玻璃化培养基、增殖培养基、生根培养基；

所述初代培养基为，添加25g/L蔗糖+5.5g/L琼脂粉的MS培养基；

所述去玻璃化培养基为，添加0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2(N)MS培养基；

所述增殖培养基为，添加0.03mg/L NAA+0.4～0.5mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基；

所述生根培养基为，添加0.05mg/L NAA+15g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2MS培养基。

进一步优选地，所述增殖培养基为，含有0.03mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基。

进一步优选地，所述增殖培养基为，含有0.03mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基。

进一步优选地，所述去玻璃化培养基的PH值为5.8，所述生根培养基的PH值为5.8。

进一步优选地，所述增殖培养基的PH值为5.8。

本发明的有益效果：本发明提供的培养基配方，配比简单，操作简单，可显著降低五莲杨在组织培养中的玻璃化率，提高五莲杨在组织培养中的成活率。由于培养基配方较为简单，降低组织培养成本，利于实现五莲杨组织培养的商业推广，增加五莲杨种植面积与数量，实现对五莲杨的进一步保护。

具体实施例

本发明公开了一种五莲杨组织培养的培养基，下面将对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所述实施例仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。

实施例一

一种五莲杨组织培养的培养基包括初代培养基、去玻璃化培养基、增殖培养基、生根培养基。经过去玻璃化培养基培养后，可以大大降低五莲杨组织培养的玻璃化程度。初代培养基是在MS培养基基础上，添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基。

将健壮试管丛生苗茎段分成8组，每组48个茎段，平均接种于0.5mg/L 6-BA+0.05mg/L NAA的MS基础培养基和添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基中。试验结果见表1。

表1初代培养基试验结果

本实施例选用初代培养基是在MS培养基基础上，添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基。

去玻璃化培养基选用1/2(N)MS培养基，并添加0.05mg/L NAA、0.4mg/L 6-BA、30g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉，降低MS培养基中的N源利于降低五莲杨组织培养的玻璃化发生率，经过去玻璃化培养基培养的五莲杨，玻璃化率非常低，增殖系数高，组织培养成活率高。试验过程与结果如下：

试验所用去玻璃化培养基，是选取MS或1/2(N)MS作为母液，选择性添加NAA、6-BA两种细胞生长素及活性炭(AC)，培养基PH值调为5.8，添加结果见表2。

表2去玻璃化培养基的选择

处理母液NAA(mg/L)6-BA(mg/L)AC(g/L)1MS///2MS//0.83MS0.050.4/4MS0.050.40.851/2(N)MS0.050.4/6MS0.050.5/71/2(N)MS0.050.5/8MS0.050.6/9MS0.050.60.810MS0.050.62.0111/2(N)MS0.050.6/

试验方法：将选取的未玻璃化、茎高1.5～2.0cm的茎段分成11组，每组48个茎段，将试验对象接种于表1所列出的不同培养基中进行培养，统一光照培养条件：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX，培养天数是35d，得到各组玻璃化发生率数据，试验结果见表3。

表3不同培养基的玻璃化发生率数据

由表3可见，MS母液中N含量减半可缓减玻璃化，提高增殖系数。加入AC后，玻璃化程度并未得到缓解，此处可得出，加入AC并未对五莲杨玻璃化起到良性效果。根据综合数据分析，1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA培养基玻璃化发生率为10.1％，增值系数达7.37，平均茎高为3.33cm；1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA培养基玻璃化发生率降为14％，增值系数达7.35，平均茎高为3.51cm，上述两种培养基均具有显著的去玻璃化效果。

在上述基础上进行了第二次试验：选取未玻璃化、茎高1.5～2.0cm的茎段，分成8组，每组48个，在1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA培养基和1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA培养基基础上分别添加不同浓度的蔗糖与琼脂粉，培养基PH值调为5.8，进一步进行去玻璃化试验。

表4添加蔗糖和琼脂的去玻璃化培养基

试管苗茎段接种到培养基中后，光照培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX。培养35d，培养结果见表5。

表5添加蔗糖和琼脂的去玻璃化试验结果

由表5可见，增大蔗糖及琼脂粉的添加，有利于降低玻璃化发生率，添加30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉时，出现玻璃化发生率最低值，；处理8的玻璃化率为0.1％，增殖系数为6.28，平均茎高为1.2cm，处理4的玻璃化率为0，增殖系数为7.65，平均茎高为3.75cm，从综合数据分析可知，1/2(N)MS+1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的培养基玻璃化发生率最低，增殖系数比较高，平均茎高是3.75cm。从表4的平均玻璃化程度水平数据结果得出，高浓度蔗糖及琼脂的添加利于五莲杨试管苗的玻璃化去除。因此本实施例选用的去玻璃化培养基为，添加0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2(N)MS培养基。

增殖培养基为，含有0.03mg/L NAA、0.4mg/L 6-BA、30g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉的MS培养基，PH值调为5.8。去玻璃化培养基的PH值为5.8，所述生根培养基的PH值为5.8。试验过程如下：

表6五莲杨增殖培养基试验

处理NAA(mg/L)6-BA(mg/L)10.030.420.040.430.050.440.030.550.040.560.050.570.030.680.040.690.050.6

试验方法：将健壮试管丛生苗茎段分成9组，每组48个茎段，分别在MS+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉中附加不同浓度的NAA和6-BA的增殖培养基中进行正交试验，培养基PH值调为5.8。培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX。培养35d，各组增殖效果见表7。

表7五莲杨增殖培养结果

由表7可知，处理1和处理4的增殖系数较突出，有效苗及茎高均有较高值，处理1玻璃化发生率有最小值为0；处理4玻璃化发生率为1.4％。与表5相比较，先进行去玻璃化培养，微调节激素浓度，有利于组培苗增殖系数的扩增及茎的伸长，并促进了有效苗的增加。从玻璃化发生率最低出发，利于五莲杨增殖的培养基选用添加0.03mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基，在此培养基上得到的培养结果。

生根培养基为，添加0.05mg/L NAA、15g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉的1/2MS培养基，生根培养基促进五莲杨生根，提高五莲杨生根率，促进根系生长。

表8生根培养基试验

试验方法：将健壮试管丛生苗茎段分成12组，每组48个茎段，分别在1/2MS+6.5g/L琼脂粉并附加不同浓度蔗糖、NAA或IBA的生根培养基中进行浓度梯度试验，培养基PH值调为5.8，试验组各成分浓度见表8。统一培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX，培养天数是35d。各培养基培养结果见表9。

表9不同生根培养基试验结果

由表9可知，整体达到最高峰值均出现在处理6，其生根率达91.7％，平均茎高为4.58cm，玻璃化发生率为0。从添加单一因素分析，激素NAA作用效果强于IBA；蔗糖减半后，利于五莲杨组培苗生根。因此利于五莲杨生根培养基，选用添加0.05mg/L NAA+15g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉1/2MS培养基。

实施例二

一种五莲杨组织培养的培养基包括初代培养基、去玻璃化培养基、增殖培养基、生根培养基。初代培养基是在MS培养基基础上，添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基。

将健壮试管丛生苗茎段分成8组，每组48个茎段，平均接种于0.5mg/L 6-BA+0.05mg/L NAA的MS基础培养基和添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基中。试验结果见表10。

表10初代培养基试验结果

本实施例选用初代培养基是在MS培养基基础上，添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基。

去玻璃化培养基选用1/2(N)MS培养基，并添加0.05mg/L NAA、0.4mg/L 6-BA、30g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉，降低MS培养基中的N源利于降低五莲杨组织培养的玻璃化发生率，经过去玻璃化培养基培养的五莲杨，玻璃化率非常低，增殖系数高，组织培养成活率高。试验过程与结果如下：

试验所用去玻璃化培养基，是选取MS或1/2(N)MS作为母液，选择性添加NAA、6-BA两种细胞生长素及活性炭(AC)，培养基PH值调为5.8，添加结果见表11。

表11去玻璃化培养基的选择

试验方法：将选取的未玻璃化、茎高1.5～2.0cm的茎段分成11组，每组48个茎段，将试验对象接种于表1所列出的不同培养基中进行培养，统一光照培养条件：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX，培养天数是35d，得到各组玻璃化发生率数据，试验结果见表2。

表12不同培养基的玻璃化发生率数据

由表12可见，MS母液中N含量减半可缓减玻璃化，提高增殖系数。加入AC后，玻璃化程度并未得到缓解，此处可得出，加入AC并未对五莲杨玻璃化起到良性效果。根据综合数据分析，1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA培养基玻璃化发生率为10.1％，增值系数达7.37，平均茎高为3.33cm；1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA培养基玻璃化发生率降为14％，增值系数达7.35，平均茎高为3.51cm，上述两种培养基均具有显著的去玻璃化效果。

在上述基础上进行了第二次试验：选取未玻璃化、茎高1.5～2.0cm的茎段，分成8组，每组48个，在1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA培养基和1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA培养基基础上分别添加不同浓度的蔗糖与琼脂粉，培养基PH值调为5.8，进一步进行去玻璃化试验，培养基成分见表13。

表13添加蔗糖和琼脂的去玻璃化培养基

处理母液NAA(mg/L)6-BA(mg/L)蔗糖(g/L)琼脂粉(g/L)11/2(N)MS0.050.425621/2(N)MS0.050.4256.531/2(N)MS0.050.430641/2(N)MS0.050.4306.551/2(N)MS0.050.525661/2(N)MS0.050.5256.571/2(N)MS0.050.530681/2(N)MS0.050.5306.5

试管苗茎段接种到培养基中后，光照培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX。培养35d，培养结果见表14。

表14添加蔗糖和琼脂的去玻璃化试验结果

由表14可见，增大蔗糖及琼脂粉的添加，有利于降低玻璃化发生率，添加30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉时，出现玻璃化发生率最低值；处理8的玻璃化率为0.1％，增殖系数为6.28，平均茎高为1.2cm，处理4的玻璃化率为0，增殖系数为7.65，平均茎高为3.75cm，从综合数据分析可知，1/2(N)MS+1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的培养基玻璃化发生率最低，增殖系数比较高，平均茎高是3.75cm。从表14的平均玻璃化程度水平数据结果得出，高浓度蔗糖及琼脂的添加利于五莲杨试管苗的玻璃化去除。因此本实施例选用的去玻璃化培养基为，添加0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2(N)MS培养基。

增殖培养基为，含有0.03mg/L NAA、0.4mg/L 6-BA、30g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉的MS培养基，PH值调为5.8。去玻璃化培养基的PH值为5.8，所述生根培养基的PH值为5.8。试验过程如下：

表15五莲杨增殖培养基试验

处理NAA(mg/L)6-BA(mg/L)10.030.420.040.430.050.440.030.550.040.560.050.570.030.680.040.690.050.6

试验方法：将健壮试管丛生苗茎段分成9组，每组48个茎段，分别在表15所示的MS+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉中附加不同浓度的NAA和6-BA的增殖培养基中进行正交试验，培养基PH值调为5.8。培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX。培养35d，各组增殖效果见表16。

表16五莲杨增殖培养结果

由表16可知，处理1和处理4的增殖系数较突出，有效苗及茎高均有较高值，处理1玻璃化发生率有最小值为0，增殖系数为10.5；处理4玻璃化发生率为1.4％，增殖系数为11.58。从增殖系数为主要判断标注来看，利于五莲杨增殖的培养基选用添加0.03mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基。

生根培养基为，添加0.05mg/L NAA、15g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉的1/2MS培养基，生根培养基促进五莲杨生根，提高五莲杨生根率，促进根系生长。

表17生根培养基试验

试验方法：将健壮试管丛生苗茎段分成12组，每组48个茎段，分别在表17所示的1/2MS+6.5g/L琼脂粉并附加不同浓度蔗糖、NAA或IBA的生根培养基中进行浓度梯度试验，培养基PH值调为5.8。统一培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX，培养天数是35d。各培养基培养结果见表18。

表18不同生根培养基试验结果

由表18可知，整体达到最高峰值均出现在处理6，其生根率达91.7％，平均茎高为4.58cm，玻璃化发生率为0。从添加单一因素分析，激素NAA作用效果强于IBA；蔗糖减半后，利于五莲杨组培苗生根。因此利于五莲杨生根培养基，选用添加0.05mg/L NAA+15g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉1/2MS培养基。

实施例三

一种五莲杨组织培养的培养基包括初代培养基、去玻璃化培养基、增殖培养基、生根培养基。初代培养基是在MS培养基基础上，添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基。

将健壮试管丛生苗茎段分成8组，每组48个茎段，平均接种于0.5mg/L 6-BA+0.05mg/L NAA的MS基础培养基和添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基中。试验结果见表19。

表19初代培养基试验结果

本实施例选用初代培养基是在MS培养基基础上，添加25g/L蔗糖、5.5g/L琼脂粉的MS培养基。

去玻璃化培养基选用1/2(N)MS培养基，并添加0.05mg/L NAA、0.4mg/L 6-BA、30g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉，降低MS培养基中的N源利于降低五莲杨组织培养的玻璃化发生率，经过去玻璃化培养基培养的五莲杨，玻璃化率非常低，增殖系数高，组织培养成活率高。试验过程与结果如下：

试验所用去玻璃化培养基，是选取MS或1/2(N)MS作为母液，选择性添加NAA、6-BA两种细胞生长素及活性炭(AC)，培养基PH值调为5.8，添加结果见表20。

表20去玻璃化培养基的选择

试验方法：将选取的未玻璃化、茎高1.5～2.0cm的茎段分成11组，每组48个茎段，将试验对象接种于表1所列出的不同培养基中进行培养，统一光照培养条件：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX，培养天数是35d，得到各组玻璃化发生率数据，试验结果见表2。

表21不同培养基的玻璃化发生率数据

由表21可见，MS母液中N含量减半可缓减玻璃化，提高增殖系数。加入AC后，玻璃化程度并未得到缓解，此处可得出，加入AC并未对五莲杨玻璃化起到良性效果。根据综合数据分析，1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA培养基玻璃化发生率为10.1％，增值系数达7.37，平均茎高为3.33cm；1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA培养基玻璃化发生率降为14％，增值系数达7.35，平均茎高为3.51cm，上述两种培养基均具有显著的去玻璃化效果。

在上述基础上进行了第二次试验：选取未玻璃化、茎高1.5～2.0cm的茎段，分成8组，每组48个，在1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.4mg/L 6-BA培养基和1/2(N)MS+0.05mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA培养基基础上分别添加不同浓度的蔗糖与琼脂粉，培养基PH值调为5.8，进一步进行去玻璃化试验，培养基成分见表22。

表22添加蔗糖和琼脂的去玻璃化培养基

处理母液NAA(mg/L)6-BA(mg/L)蔗糖(g/L)琼脂粉(g/L)11/2(N)MS0.050.425621/2(N)MS0.050.4256.531/2(N)MS0.050.430641/2(N)MS0.050.4306.551/2(N)MS0.050.525661/2(N)MS0.050.5256.571/2(N)MS0.050.530681/2(N)MS0.050.5306.5

试管苗茎段接种到培养基中后，光照培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX。培养35d，培养结果见表23。

表23添加蔗糖和琼脂的去玻璃化试验结果

由表23可见，增大蔗糖及琼脂粉的添加，有利于降低玻璃化发生率，添加30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉时，出现玻璃化发生率最低值；处理8的玻璃化率为0.1％，增殖系数为6.28，平均茎高为1.2cm，玻璃化率仅低于处理4。从表23的平均玻璃化程度水平数据结果得出，高浓度蔗糖及琼脂的添加利于五莲杨试管苗的玻璃化去除。因此本实施例选用的去玻璃化培养基为，添加0.05mg/LNAA+0.5mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的1/2(N)MS培养基。

增殖培养基为，含有0.03mg/L NAA、0.4mg/L 6-BA、30g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉的MS培养基，PH值调为5.8。去玻璃化培养基的PH值为5.8，所述生根培养基的PH值为5.8。试验过程如下：

表24五莲杨增殖培养基试验

试验方法：将健壮试管丛生苗茎段分成9组，每组48个茎段，分别在表15所示的MS+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉中附加不同浓度的NAA和6-BA的增殖培养基中进行正交试验，培养基PH值调为5.8。培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX。培养35d，各组增殖效果见表25。

表25五莲杨增殖培养结果

由表25可知，处理1和处理4的增殖系数较突出，有效苗及茎高均有较高值，处理1玻璃化发生率有最小值为0，增殖系数为10.5；处理4玻璃化发生率为1.4％，增殖系数为11.58。从增殖系数为主要判断标注来看，利于五莲杨增殖的培养基选用添加0.03mg/L NAA+0.5mg/L 6-BA+30g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉的MS培养基。

生根培养基为，添加0.05mg/L NAA、15g/L蔗糖、6.5g/L琼脂粉的1/2MS培养基，生根培养基促进五莲杨生根，提高五莲杨生根率，促进根系生长。

表26生根培养基试验

试验方法：将健壮试管丛生苗茎段分成12组，每组48个茎段，分别在表17所示的1/2MS+6.5g/L琼脂粉并附加不同浓度蔗糖、NAA或IBA的生根培养基中进行浓度梯度试验，培养基PH值调为5.8。统一培养条件为：白天温度为25±2℃，夜间18±2℃，光照时间为16h，光照强度为3000～5000LX，培养天数是35d。各培养基培养结果见表27。

表27不同生根培养基试验结果

由表27可知，整体达到最高峰值均出现在处理6，其生根率达91.7％，平均茎高为4.58cm，玻璃化发生率为0。从添加单一因素分析，激素NAA作用效果强于IBA；蔗糖减半后，利于五莲杨组培苗生根。因此利于五莲杨生根培养基，选用添加0.05mg/L NAA+15g/L蔗糖+6.5g/L琼脂粉1/2MS培养基。

以上所述仅为本发明的较佳实施例而已，并不用以限制本发明，凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明保护范围内。