一种高产氢莱茵衣藻蛋白及其编码基因与应用

摘要

本发明公开了一种莱茵衣藻蛋白及其编码基因与应用。本发明所提供的莱茵衣藻蛋白是如下a）或b）：a）由序列表中序列1所示的氨基酸序列组成的蛋白质；b）将a）所限定的蛋白质的氨基酸序列经过一个或几个氨基酸残基的取代和/或缺失和/或添加，且与衣藻产氢相关的蛋白质。实验证明，SHH1基因表达量低的莱茵衣藻突变藻株91号CGMCC NO.8706，其产氢量为野生型莱茵衣藻CC400的5倍；当向莱茵衣藻突变藻株91号CGMCC NO.8706中转入SHH1基因得到的互补莱茵衣藻的产氢量恢复到野生藻的水平。这表明SHH1基因在衣藻产氢中有重要功能，这为工程藻株的改造提供了一个很好的靶标基因。

说明书

技术领域

本发明属于基因工程领域，涉及一种莱茵衣藻蛋白及其编码基因与应用。

背景技术

由于化石燃料的日益枯竭，寻找清洁的替代能源已成为一项迫切的课题。氢是宇 宙间最简单同时也是最为丰富的元素，被普遍认为是一种最有吸引力的替代能源，各 国政府都开始重视不占用耕地、不消耗粮食的藻类生物能源与资源的研发，其中需要 解决的一个关键问题是有效提高藻类的产氢量。

挖掘重要的具有提高藻类产氢能力的新基因，不仅可为高光效工程藻株设计提供 可利用的基因元件，也对发展提高藻类产氢的新方法、促进藻类能源资源的可持续发 展有重要价值。

莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）是单细胞真核绿藻，是广泛用于光合作用 与产氢的重要藻种。

发明内容

本发明的目的是提供一种莱茵衣藻蛋白及其编码基因与应用。

本发明所提供的蛋白质，来源于莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii），命名为 SHH1，具体是如下（a）或（b）：

（a）由序列表中序列1所示的氨基酸序列组成的蛋白质；

（b）将（a）所限定的蛋白质的氨基酸序列经过一个或几个氨基酸残基的取代和/ 或缺失和/或添加，且与衣藻产氢相关的蛋白质。

为了便于SHH1蛋白的纯化，可在由序列表中序列1的氨基酸残基序列组成的蛋白 质的氨基末端或羧基末端连接上如下表所示的标签。

表：标签的序列

上述（b）中的蛋白质可人工合成，也可先合成其编码基因，再进行生物表达得到。 上述（b）中的蛋白质的编码基因可通过将序列表中序列2所示的DNA序列中缺失一 个或几个氨基酸残基的密码子，和/或进行一个或几个碱基对的错义突变。

编码所述蛋白质的核酸分子也属于本发明的保护范围。

所述核酸分子可以是DNA，如cDNA、基因组DNA或重组DNA；所述核酸分子 也可以是RNA，如mRNA、hnRNA或tRNA等。

在本发明的一个实施例中，所述核酸分子具体为编码所述SHH1蛋白的基因（命 名为SHH1）；所述SHH1基因是如下1）至3）中任一所述的DNA分子：

1）编码序列为序列表中序列2所示的DNA分子；

2）在严格条件下与1）限定的DNA分子杂交且编码所述SHH1蛋白的DNA分 子；

3）与1）或2）限定的DNA分子具有90%以上同源性且编码所述SHH1蛋白的 DNA分子。

上述严格条件可为用6×SSC，0.5%SDS的溶液，在65℃下杂交，然后用2×SSC， 0.1%SDS和1×SSC，0.1%SDS各洗膜一次。

其中，序列2由426个核苷酸组成，第1-426位为ORF，编码序列表中序列1所 示的SHH1蛋白。

含有上述核酸分子的重组载体、表达盒、转基因细胞系或重组菌也属于本发明的 保护范围。

所述重组载体可为重组表达载体，也可为重组克隆载体。

所述重组表达载体可用现有的植物表达载体构建。所述植物表达载体包括双元农 杆菌载体和可用于植物微弹轰击的载体等，如pGreen0029、pCAMBIA3301、 pCAMBIA1300、pBI121、pBin19、pCAMBIA2301、pCAMBIA1301-UbiN或其它衍生 植物表达载体。所述植物表达载体还可包含外源基因的3’端非翻译区域，即包含聚腺 苷酸信号和任何其它参与mRNA加工或基因表达的DNA片段。所述聚腺苷酸信号可 引导聚腺苷酸加入到mRNA前体的3’端。使用所述基因构建重组表达载体时，在其转 录起始核苷酸前可加上任何一种增强型、组成型、组织特异型或诱导型启动子，例如 花椰菜花叶病毒（CAMV）35S启动子、泛素基因Ubiquitin启动子（pUbi）、胁迫诱 导型启动子rd29A等，它们可单独使用或与其它的植物启动子结合使用；此外，使用 本发明的基因构建重组表达载体时，还可使用增强子，包括翻译增强子或转录增强子， 这些增强子区域可以是ATG起始密码子或邻接区域起始密码子等，但必需与编码序列 的阅读框相同，以保证整个序列的正确翻译。所述翻译控制信号和起始密码子的来源 是广泛的，可以是天然的，也可以是合成的。翻译起始区域可以来自转录起始区域或 结构基因。为了便于对转基因植物细胞或植物进行鉴定及筛选，可对所用重组表达载 体进行加工，如加入可在植物中表达的编码可产生颜色变化的酶或发光化合物的基因、 具有抗性的抗生素标记物或是抗化学试剂标记基因等。也可不加任何选择性标记基因， 直接以逆境筛选转化植株。

在本发明中，所述重组表达载体中启动所述SHH1基因转录的启动子具体为PsaD 启动子。

更为具体的，所述重组表达载体为在pDble载体的酶切位点处插入序列表中序列 2所示DNA片段的重组质粒。在本发明的一个实施例中，所述酶切位点具体为Nde I 和EcoR I。

所述表达盒由能够启动所述SHH1基因表达的启动子，所述SHH1基因，以及转 录终止序列组成。

所述SHH1蛋白，或所述核酸分子，或所述重组表达载体、表达盒或重组菌在如 下任一中的应用也属于本发明的保护范围：

（a1）调控衣藻的产氢量；

（a2）选育产氢量提高的衣藻品种。

在本发明中，所述调控衣藻的产氢量具体体现在：在所述衣藻体内，若所述SHH1 基因的表达量越低，则所述衣藻的产氢量越高。

在本发明中，所述选育产氢量提高的衣藻品种的方法，具体可包括将所述SHH1 基因表达量较低的衣藻作为亲本进行杂交的步骤。

本发明的另一个目的是提供一种培育转基因衣藻的方法。

本发明所提供的培育转基因衣藻的方法，可为如下（A）或（B）：

（A）培育产氢量提高的转基因衣藻的方法，包括如下步骤：

a）在目的衣藻中对所述SHH1蛋白的编码基因进行抑制表达，得到转基因衣藻；

b）从步骤a）所得转基因衣藻中得到与所述目的衣藻相比，产氢量提高的转基因 衣藻；

所述产氢量提高的转基因衣藻中所述SHH1蛋白或所述SHH1基因的表达量低于 所述目的衣藻。

（B）培育产氢量降低的转基因衣藻的方法，包括如下步骤：

c）向目的衣藻中导入所述SHH1蛋白的编码基因，得到表达所述编码基因的转基 因衣藻；

d）从步骤c）所得转基因衣藻中得到与所述目的衣藻相比，产氢量降低的转基因 衣藻。

所述产氢量降低的转基因衣藻中所述SHH1蛋白或所述SHH1基因的表达量高于 所述目的衣藻。

在上述应用或方法中，所述SHH1蛋白的编码基因（SHH1基因）是如下1）至3） 中任一所述的核苷酸序列：

1）序列表中序列2所示的核苷酸序列；

2）在严格条件下与1）所限定的DNA分子杂交且编码所述SHH1蛋白的核苷酸 序列；

3）与1）或2）所限定的核苷酸序列具有90%以上同源性且编码所述SHH1蛋白 的核苷酸序列。

上述严格条件可为用6×SSC，0.5%SDS的溶液，在65℃下杂交，然后用2×SSC， 0.1%SDS和1×SSC，0.1%SDS各洗膜一次。

在上述方法（A）中，所述在目的衣藻中对所述SHH1蛋白的编码基因进行抑制 表达，可为任何可降低所述目的衣藻中所述SHH1基因的表达的方法。

在上述方法（B）中，所述SHH1蛋白的编码基因具体可通过含有所述SHH1蛋 白的编码基因的重组表达载体导入所述目的衣藻中。

在上述方法（B）中，所述重组表达载体中启动所述编码基因转录的启动子为PsaD 启动子。在本发明的一个实施例中，所述重组过表达载体具体为在pDble载体的酶切 位点处插入序列表中序列2所示DNA片段的重组质粒。在本发明的一个实施例中， 所述酶切位点具体为Nde I和EcoR I。

在上述培育转基因衣藻的方法（B）中，将携带有所述SHH1基因的所述重组过 表达载体导入所述目的衣藻，具体可为：通过玻璃珠法转化等常规生物学方法转化衣 藻细胞。在上述应用或方法中，所述衣藻为莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）， 具体为莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706。

实验证明，SHH1基因表达量低的莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻 株91号CGMCC NO.8706，其产氢量为野生型莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii） CC400的5倍；当向莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706中转入SHH1基因得到的互补莱茵衣藻的产氢量恢复到野生藻的水平。这表 明SHH1基因在衣藻产氢中有重要功能，这为工程藻株的改造提供了一个很好的靶标 基因。

附图说明

图1为各藻株中SHH1基因表达量的转录水平分析结果。其中，CC400表示野生 型藻株CC400；18、22和50分别表示互补藻株18号、22号和50号（SHH1转基因 莱茵衣藻）；91表示莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706；“—”表示阴性对照。

图2为各藻株产氢量检测结果。其中，CC400表示野生型藻株CC400；18、22 和50分别表示互补藻株18号、22号和50号（SHH1转基因莱茵衣藻）；91表示莱茵 衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706。

具体实施方式

下述实施例中所使用的实验方法如无特殊说明，均为常规方法。

下述实施例中所用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可从商业途径得到。

莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）CC400（mt+）（简称为野生型藻株CC400）， 从美国杜克大学（Chlamy center，http://www.chlamy.org/）购买，Strain#：CC-400cw15 mt+。

莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号：于2013年12月31日， 保藏于中国微生物菌种保藏管理委员会普通微生物中心（简称CGMCC，地址为：北 京市朝阳区北辰西路1号院3号），保藏编号为CGMCC NO.8706，分类命名为莱茵衣 藻（Chlamydomonas reinhardtii）。遗传背景：向莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii） CC400（mt+）中导入pChlamiRNA3质粒后得到的重组衣藻。

pDble载体：由伦敦大学学院Saul purton教授提供，记载于“Grovenstein PB,Wilson  DA,Lennox CG et al.(2013)Identification and molecular characterization of a novel  Chlamydomonas reinhardtii mutant defective in chlorophyll biosynthesis F1000Research 2013,2:138”一文，该载体含有博来霉素抗性基因。

下述实施例中所用的培养基：

（1）TAP培养液：NH₄Cl0.4g/L；MgSO₄·7H₂O0.1g/L；CaC1₂·2H₂O0.05g/L； K₂HPO₄0.108g/L；KH₂PO₄0.056g/L；Trisbase2.423g/L；亨特微量元素(Hunter’s trace  elements)1ml/L，冰乙酸1ml/L，其余为水。

（2）固体TAP培养基：在TAP培养液中加1.5%的琼脂粉。

（3）缺硫TAP培养液：NH₄Cl0.4g/L；MgC1₂·6H₂O0.08g/L；CaC1₂·2H₂O0.05g/L； K₂HPO₄0.108g/L；KH₂PO₄0.056g/L；Trisbase2.423g/L；亨特微量元素(Hunter’s trace  elements)1ml/L，冰乙酸1ml/L，其余为水。

以上各培养基中的亨特微量元素（Hunter’s trace elements）配方均如下：H₃BO₄11.4 g/L，ZnSO₄·7H₂O22.0g/L，MnCl₂·4H₂O5.06g/L，CoCl₂·6H₂O1.61g/L，CuSO₄·5H₂O1.57 g/L(NH₄)₆Mo₇O₂₄·4H₂O1.10g/L，FeSO₄·7H₂O4.99g/L，其余为水。

下述实施例中，关于作为实验材料的莱茵衣藻的培养具体如下：配制TAP培养液， 121℃高压灭菌20分钟，待培养液温度降到室温后，用接种针从固体TAP培养基上挑 取莱茵衣藻单克隆到TAP培养液中，置于恒温光照培养箱中的摇床上连续光照培养（25 ℃，60rpm，100μEs^-1m^-2），悬浮培养细胞。固体培养时，将单克隆转到固体TAP培养 基上划线培养。

实施例1、莱茵衣藻SHH1基因的获得

一、莱茵衣藻总RNA提取

参照天根生化科技（北京）有限公司植物总RNA提取试剂盒使用说明从莱茵衣 藻（Chlamydomonas reinhardtii）CC400（mt+）中提取总RNA。取指数生长期细胞（4-6 ×10⁶细胞/毫升培养液），5000rpm离心5min后，加入1mL裂解液RZ，振荡混匀。 室温放置5min后，4℃，12000rpm离心5min，取上清，转入新的无RNase的离心管 中。加200μL氯仿，盖好管盖，剧烈振荡15s，室温放置3min。4℃，12000rpm离心 10min。把上层水相转移到新的无RNase的离心管中，缓慢加入0.5倍体积的无水乙醇， 混匀。将得到的溶液和沉淀全部转入吸附柱中。4℃，12000rpm离心30s，弃离心管中 废液，加500μL去蛋白液，4℃，12000rpm离心30s，弃废液。加700μL漂洗液，室 温静置2min，4℃，12000rpm离心30s，弃废液。再加500μL漂洗液，室温静置2min， 4℃，12000rpm离心30s，弃废液。4℃，12000rpm离心2min，去除残余液体，开盖 晾干。将吸附柱转入一个新的无RNase的离心管中，加50μL RNase-free ddH2O，室温 放置2min，4℃，12000rpm离心2min。得到总RNA。

二、cDNA第一链合成

以步骤一获得的总RNA为模板，使用全式金（北京）有限公司cDNA第一链合 成试剂盒合成cDNA第一链。20μL反应体系：2μL10×TSII mix，1μl Oligo dT20（在 反应体系中的终浓度为10μM），1-5μg总RNA，补灭菌双蒸水至20μL。50℃温浴30min。 70℃加热15min终止反应。得到cDNA第一链。

三、SHH1基因开放读码框序列的扩增

以步骤二合成的cDNA第一链为模板进行PCR反应。反应程序：98℃预变性2min； 98℃变性10s，60℃退火15s，72℃延伸1min，35个循环；72℃延伸5min。反应体系： 2×HS GC buffer I12.5μL，dNTP mixture（各2.5mM）2μL，模板cDNA1μL， PRIMERSTAR（5U/μL）0.5μL，上下游引物各1μL，补ddH₂O至25μL。以上引物均 在生工生物工程股份有限公司合成，引物序列如下：

上游引物：5’-CATATGCTGGCCTCCAAGCCCGTTGT-3’（下划线部分为Nde I的 识别序列，该序列的第4-26位为序列2的第1-23位）；

下游引物：5’-GAATTCTTAAGCCAGGAAGCCCAGCTTC-3’（下划线部分为EcoR  I的识别序列，其后的序列为序列2的第405-426位的反向互补序列）。

四、PCR产物克隆及测序

用Tiangen公司（北京，中国）琼脂糖凝胶DNA回收试剂盒（DP209-03）回收纯化 目的条带，与pEasy-blunt simple载体（购自北京全式金公司）连接，转化大肠杆菌 （Escherichia coli）Trans-T1感受态细胞（购自北京全式金公司），用蓝白斑方法筛选 阳性克隆。挑取单克隆培养，用通用引物M13F和M13R进行PCR鉴定，将阳性克隆送 至北京三博生物技术有限责任公司测序。

将经测序表明在pEasy-blunt simple载体中连入外源DNA片段“CAT+序列 2+GAATTC”的重组质粒命名为pEasy-SHH1。将序列2所示基因命名为SHH1，整个序 列2即为完整开放阅读框，编码序列表中序列1所示的蛋白质，将该蛋白命名为SHH1 蛋白。

实施例2、转基因莱茵衣藻的获得

一、重组表达载体pDble-SHH1的构建

用限制性内切酶Nde I和EcoR I（购自Takara公司）分别双酶切实施例1构建的 pEasy-SHH1质粒和pDble载体，37℃酶切3小时后，用Tiangen（Beijing，China）琼脂 糖凝胶DNA回收试剂盒（DP209-03）回收纯化pEasy-SHH1质粒上的目的条带（大小约 为426bp）和pDble载体骨架大片段，将纯化后的目的条带与载体用T4DNA连接酶于25 ℃连接3小时，转化大肠杆菌（Escherichia coli）Trans-T1感受态细胞（购自北京全式 金公司），挑取单克隆，用实施例1中的上游引物和下游引物进行PCR扩增，以获取阳 性克隆（得到大小约为426bp的目的条带），并将其送至北京三博生物技术有限责任公 司测序。

将经测序表明在pDble载体的酶切位点Nde I和EcoR I之间插入序列表中序列2的第 4-426位所示DNA片段的重组质粒命名为pDble-SHH1。在重组表达载体pDble-SHH1中， 启动序列2所示的SHH1基因转录的启动子为PsaD启动子。

二、转基因莱茵衣藻的获得

转化受体：莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706。

将步骤一构建的重组表达载体pDble-SHH1线性化，并用玻璃珠法转化莱茵衣藻 （Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706，具体步骤如下：

称取0.1g玻璃珠（直径425-600μm，Sigma）置于1.5ml离心管中，121℃灭菌 20分钟后，放于室温待用。将100μl莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株 91号CGMCC NO.8706和10μl pDble-SHH1载体（KpnI线性化处理）加入上述盛有玻 璃珠的离心管中，在涡旋振荡器（Genie2）上，7档震动15秒后，室温25℃放置4 分钟。用移液器将藻液转移到新鲜的TAP培养液中，置于恒温光照培养箱中的摇床 上连续光照培养24小时后（25℃，60rpm，110μEs^-1m^-2），2500rpm离心，收集沉淀 用TAP培养液悬起后，涂在含有博来霉素（10μg/ml）的培养基平板上，能够生长的 藻株，为SHH1转基因莱茵衣藻。

采用同样的方法，将pDble载体（无需线性化）转入莱茵衣藻（Chlamydomonas  reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706，获得转入pDble载体空载体的对照藻株。

三、转基因莱茵衣藻的分子鉴定

以从步骤二获得的SHH1转基因莱茵衣藻中随机选取的三株（分别记为互补藻株 18号、互补藻株22号和互补藻株50号）、转入pDble载体空载体的对照藻株、未转 基因的莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706，以及 莱茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）CC400（mt+）为实验材料。在转录水平检测 各藻株中SHH1基因的表达量。

提取各实验材料的总RNA，并反转录获得cDNA，进而通过实时荧光定量PCR 方法分析SHH1基因在各实验材料中的表达情况。

其中，扩增SHH1基因的引物序列为：

引物1：5’-CCTCTGGTCATCGTTGTTCGC-3’（序列2的第238-258位）；

引物2：5’-TTAAGCCAGGAAGCCCAGC-3’（序列2的第408-426位的反向互补 序列）。

以CBLP作为内参基因，扩增内参CBLP的引物序列为：

引物3：5’-ATGACCACCAACCCCATCATC-3’，

引物4：5’-GGTCCCACAGCATGGCAATG-3’。

实验中使用半定量RT-PCR，反应体系和反应程序如下：

以合成的cDNA第一链为模板进行PCR反应。反应程序：94℃预变性4min；94℃ 变性30s，60℃退火30s，72℃延伸20s，35个循环；72℃延伸5min。反应体系：2×GC I buffer I10μL，dNTP mixture（各2.5mM）2μL，模板cDNA1μL，LA-Taq（5U/μL） 0.5μL，上下游引物各1μL，补ddH₂O至20μL。

实验同时设置以ddH₂O代替模板的阴性对照。

结果如图1所示，可见相比于野生型藻株CC400，莱茵衣藻（Chlamydomonas  reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706中扩增不出SHH1基因；而步骤二获得 的SHH1转基因莱茵衣藻中SHH1基因的表达量回复到野生型藻株CC400水平。转入 pDble载体空载体的对照藻株中SHH1基因表达量与野生型藻株CC400相比基本一致， 无统计学差异。

实施例3、各藻株产氢量检测

以步骤二获得的SHH1转基因莱茵衣藻（互补藻株18号、22号和50号）、莱茵 衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）突变藻株91号CGMCC NO.8706（以下简称突变藻 株91号），以及野生型藻株CC400为实验材料。检测各藻株的产氢量，从而结合实施 例2得到的各藻株中SHH1基因的表达量，分析SHH1基因与衣藻产氢量之间的关系。

具体如下：

①液体培养：将处于指数生长期的各藻株接到盛150ml TAP培养液的三角瓶中， 当OD₇₅₀值达到1.0-1.5时，再将其按照1:100的比例转接到已加入磁转子的500ml TAP 培养液中。

②待OD₇₅₀值达到1.5左右时，25℃，2500rpm，离心5分钟。

③倒掉上清，将得到的细胞分成三份，用缺硫TAP培养液漂洗细胞两次。

④将漂洗过的细胞用20ml左右缺硫TAP培养液分别重悬细胞。

⑤取20μl悬浮细胞，加入980μl缺硫TAP培养液，再加入4ml丙酮，混匀， 5000rpm，5分钟。

⑥取离心后的上清，测定663nm和645nm处的吸光值，根据下面的公式计算总 叶绿素含量（μg/ml）：

Chl（a+b）=8.02×OD₆₆₃+20.21×OD₆₄₅

⑦采用100ml放氢瓶，培养体系为90ml，计算最终叶绿素浓度达到25μg/ml时 所需的④步骤中的培养物的体积，加入细胞，用对应的TAP培养液补足到90ml。

⑧用石蜡封住瓶口，以防止气体外漏。

⑨将培养瓶置于25℃，200μEs^-1m^-2培养箱中的磁力搅拌器（转速200rpm）上连 续光照培养，分别取不同的时间点（0h、24h、48h、72h、504h）测定放氢量。

采用SHIMADZU GC-2014气相色谱测定氢气含量，载气为氮气。测定时用250μl 注射器吸取放氢瓶气体部分100μl，注入进样孔，甲烷外标法计算气体体积。测定时气 相色谱参数设置为：检测器：TCD检测器；氮气流速：60ml·min^-1；检测器温度：100 ℃；柱温：60℃；进样口温度：100℃。

实验重复三次，结果取平均值。

结果显示，到缺硫密闭培养72小时时，野生型藻株CC400的产氢量达到100毫 升/升培养物，而突变藻株91号产氢量达到约500毫升/升培养物，是野生型藻株CC400 的5倍。到缺硫密闭培养504小时时，野生型藻株CC400的产氢量达到289毫升/升 培养物，而突变藻株91号产氢量达到约11555毫升/升培养物，是野生型藻株CC400 的约5倍。而互补藻株18号、22号、50号的产氢量均恢复到野生型藻株CC400，这 说明SHH1基因与突变藻株91号的产氢表型是相关的。结果详见图2。

综合实施例2和实施例3的结果，藻株内SHH1基因的表达量与藻株的产氢量负 相关，即SHH1基因的表达量越低，藻株的产氢量越高。可见，SHH1基因在衣藻产 氢中有重要功能，这为工程藻株的改造提供了一个很好的靶标基因。