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引种玉簪(Hosta)抗寒性及组培快繁研究

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目录

摘要

1 绪论

1.1 课题背景

1.2 植物抗寒性研究动态

1.2.1 植物抗寒性与细胞膜的关系

1.2.2 植物抗寒性与生理生化特性的关系

1.2.3 植物抗寒性与形态及解剖结构的关系

1.3 玉簪属植物的研究现状

1.3.1 玉簪属植物分类

1.3.2 玉簪属植物繁殖与栽培

1.3.3 玉簪属植物的育种

1.4 本论文研究的目的和意义

2 引种玉簪的生长发育节律和观赏特性研究

2.1 试验地自然概况

2.2 材料与方法

2.2.1 材料

2.2.2 研究方法

2.3 结果与分析

2.3.1 五种玉簪的观赏特性观察

2.3.2 五种玉簪的生长发育节律研究

2.4 本章小结

3 低温胁迫下几种玉簪的抗寒性研究

3.1 实验材料

3.2 实验仪器

3.3 实验方法

3.3.1 对供试材料的自然越冬低温处理

3.3.2 对供试材料的人工模拟不同低温处理

3.3.3 对供试材料的人工模拟持续低温处理

3.4 抗寒性指标的测定方法

3.4.1 细胞膜透性的测定

3.4.2 可溶性蛋白含量的测定

3.4.3 可溶性糖含量的测定

3.4.4 游离脯氨酸含量的测定

3.4.5 丙二醛含量的测定

3.4.6 供试材料低温胁迫后生长恢复特征的观测

3.5 结果与分析

3.5.1 试验地冬季气温变化

3.5.2 自然越冬低温胁迫对细胞膜透性的影响

3.5.3 人工模拟低温胁迫对质膜透性的影响以及半致死温度

3.5.4 人工模拟低温胁迫对可溶性蛋白含量变化的影响

3.5.5 人工模拟低温胁迫对可溶性糖含量变化的影响

3.5.6 人工模拟低温胁迫对丙二醛含量变化的影响

3.5.7 人工模拟低温胁迫对游离脯氨酸含量变化的影响

3.5.8 低温胁迫对几种玉簪生长恢复情况的影响

3.6 本章小结

4 玉簪组织培养以及快繁技术的初步研究

4.1 材料

4.2 方法

4.2.1 外植体处理

4.2.2 外植体的筛选

4.2.3 诱导分化培养

4.2.4 生根培养

4.3 结果与分析

4.3.1 不同外植体污染率统计

4.3.2 不同外植体的愈伤组织的诱导

4.3.3 不同激素配比对增殖生长的影响

4.3.4 不同激素配比对生根生长影响比较试验

4.4 本章小结

结论与建议

结论

建议

参考文献

附录

致谢

声明

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摘要

玉簪属植物为百合科多年生宿根草本,是重要的观花观叶的阴生地被植物,在现代园林设计中应用越来越广泛。本文以引种的‘金标’玉簪(Hosta‘GoldStandard’)、‘金冠’玉簪(Hosta‘Grand Tiara’)、‘山中脊’玉簪(Hosta‘Middle Ridge’),白花玉簪(Hosta plantaginea)和东北玉簪(Hosta clausavar.ensata)为试验材料,分析研究了冬季自然低温与人工模拟低温两个处理下玉簪根系膜透性、可溶性糖、可溶性蛋白、游离脯氨酸和丙二醛等各项生理指标的变化规律,并结合低温胁迫后的生长恢复观测对玉簪的抗寒性进行综合评价。以期为玉簪在哈尔滨应用的可行性及作为育种种质资源的可利用性提供理论参考。同时,本研究还对引种玉簪的生长发育以及快繁技术作了初步研究,主要研究结果如下:
  (1)五种玉簪在哈尔滨地区均能正常生长,并表现出优良的观赏性状。其中‘金冠’玉簪花叶特性稳定,观赏特性较高。
  (2)两个低温处理下,玉簪根系的电解质渗出率随着温度的降低以及低温持续时间的延长而增大,不同种玉簪电解质渗出率增大的幅度不同。把人工模拟低温处理下的相对电导率变化曲线结合Logistic方程,求得引种的‘金冠’玉簪、‘金标’玉簪、白花玉簪、东北玉簪、‘山中脊’玉簪根系的半致死温度分别为-22.65℃、-23.14℃、-20.47℃、-27.71℃、-25.78℃。
  (3)在人工模拟低温过程中,随着温度的降低和低温持续时间的延长,玉簪根系的可溶性糖、可溶性蛋白质和丙二醛含量,均呈先增加后减少的变化趋势,但增加的幅度不同种之间有所差异。玉簪根系中游离脯氨酸含量变化总的趋势是不断增加,但游离脯氨酸变化与温度以及持续低温处理时间不存在明显的相关性。
  (4)在两个低温处理下,随着温度的降低和低温持续时间的延长,不同种玉簪生长恢复的成活率下降。五种玉簪的抗寒性依次为:东北玉簪>‘山中脊’玉簪>‘金标’玉簪>‘金冠’玉簪>白花玉簪。
  (5)不同玉簪不同部位外植体的愈伤组织诱导率不同,腋芽、上部带苞片的花茎、花梗、子房诱导率较高,是玉簪组织培养繁殖中外植体的首选材料。‘金冠’玉簪芽、花茎和花梗增殖的最佳培养基是MS+6-BA4.0mg/L+NAA0.2mg/L;‘金冠’玉簪子房芽增殖的最佳培养基是MS+6-BA3.0mg/L+NAA0.2mg/L;最适生根培养基为1/2MS+活性碳1g/L。

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