UV-B辐射对紫花苜蓿的胁迫效应及关联光受体作用机制探讨

摘要

紫花苜蓿(Medicago sativa L.)，豆科苜蓿属植物，是世上种植最广泛、最重要、资源丰富的多年生牧草之一，有“牧草之王”的美称。本试验以日光灯下培育三周的紫花苜蓿为对照(CK)，采用连续7天不同剂量UV-B辐射处理的方法（分别为0.5h·d-1、1 h·d-1、1.5h·d-1、2h·d-1、2.5h·d-1、3h·d-1)，研究UV-B辐射对紫花苜蓿的形态结构、光合特性、光合色素和紫外吸收物质的影响，结果表明，UV-B辐射不同程度抑制了苜蓿的根长、节间长和株高，1.5h处理的植株外表呈现枯黄、矮小，茎与根变细弱，叶片发黄、呈现锈斑;每天处理时间大于2h的植株叶片表面卷曲、叶面积减少、表面皱缩、凹凸不平直至枯死，通过石蜡切片技术观察到这些植株的叶肉细胞塌陷，叶绿体明显减少，茎部细胞边缘呈现歪曲形状，皮层细胞疏松紊乱，细胞因失水呈现塌陷、不饱满的状态;通过扫描电镜观察，每天处理时间大于1.5h的植株中，叶片表面气孔闭合，表皮细胞凹陷且在处理2.5h、3h中凹陷情况严重;随辐射时间的延长，光合速率(Pn)、气孔导度(Cond)和蒸腾速率（Trmmol）呈下降趋势，与CK相比，处理2.5 h中其光合速率下降了87.638％，气孔导度下降了94.536％，处理2h中其蒸腾速率下降了97.483％，处理1h中其胞间CO2浓度上升了6.733％，均达到极显著性差异(p＜0.01)，在3h处理中已难以测出其光合特性各指标;各时间梯度的UV-B辐射对苜蓿中叶绿素a(Chla)、叶绿素b(Chlb)、叶绿素a+b(Chla+b)和类胡萝卜素(Car)含量的影响均有一定的抑制作用，达到极显著性差异(p＜0.01);UV-B辐射可显著促进紫花苜蓿中紫外吸收物质的含量，与CK相比，总酚和类黄酮的含量在2.5h的处理中达到最高，分别上升109.951％、18.165％。花青素的含量在2h处理时最高，上升58.741％，达到极显著性差异(p＜0.01)。
　　以日光灯下培育三周的紫花苜蓿为对照(CK)，设置UV-B、RL-UV-B、RL-DRL-UV-B四种处理，研究Phy参与UV-B辐射胁迫的响应机制，结果表明，与CK相比，短期(2h) UV-B辐射对紫花苜蓿的光合特性、光合色素及营养品质都有一定的抑制作用，在进行10 min红光预辐射后，各项指标都有所回升，加入远红光的预辐射后红光的保护作用消失;短期(2 h) UV-B辐射增加了紫花苜蓿紫外吸收物质的含量;短期(2 h) UV-B辐射使苜蓿体内H2O2含量上升，同时体内过氧化物酶(POD)、超氧化物歧化酶(SOD)、过氧化氢酶(CAT)的活性升高，进行10 min红光预辐射后，降低部分来自UV-B辐射的伤害，加入远红光的预辐射后红光的作用消失，几组处理组均使抗坏血酸过氧化物酶(APX)的活性降低。为了进一步研究UV-B对紫花苜蓿在分子水平上的影响，以及UV-B受体蛋白UVR8和红光受体蛋白Phy之间的相互作用，本实验室克隆了UVR8基因的核心片段，长度为1194 bp。

目录

摘要

缩略词对照表

第一章 绪论

1．2 紫花苜蓿的营养价值

1．3 UV-B辐射的定义

1．4 UV-B对植物生长发育的影响

1．4．1 UV-B辐射对植物形态结构的影响

1．4．2 UV-B辐射对植物光合特性及光合色素的影响

1．4．3 UV-B辐射对植物营养品质的影响

1．4．4 UV-B辐射对植物紫外吸收物质的影响

1．4．5 UV-B辐射对植物抗氧化酶系统的影响

1．4．6 UV-B辐射对植物分子水平的影响

1．5 Phy参与植物逆境胁迫的研究进展

1．7 研究目的及意义

第二章 UV-B辐射对紫花苜蓿的胁迫效应

2．1 实验材料

2．2 实验材料培育

2．3 主要试剂

2．4 主要仪器设备

2．5 实验方法

2．5．1 光质处理

2．5．2 紫花苜蓿形态指标的测定

2．5．3 叶片、茎、叶柄组织的石蜡切片制作方法

2．5．4 紫花苜蓿叶片的电镜扫描

2．5．5 光合作用参数的测定

2．5．7 紫外吸收物质含量的测定

2．6 数据处理

2．7 结果与分析

2．7．1 UV-B辐射对紫花苜蓿形态的影响

2．7．2 UV-B辐射对紫花苜蓿显微结构的影响

2．7．3 UV-B辐射下紫花苜蓿的光合特性参数

2．7．4 UV-B辐射下紫花苜蓿光合色素的含量

2．7．5 UV-B辐射下紫花苜蓿紫外吸收物质的含量

2．8 讨论

2．8．1 UV-B辐射对紫花苜蓿形态结构的影响

2．8．2 UV-B辐射对紫花苜蓿光合特性的影晌

2．8．3 UV-B辐射对紫花苜稽光合色素的影响

2．8．4 UV-B辐射对紫花苜蓿紫外吸收物质的影响

第三章 关联光受体作用机制探讨

3．1 实验材料(同2．1)

3．2 实验材料培育(同2．2)

3．3 主要试剂

3．4 主要仪器设备

3．5 实验方法

3．5．4 可溶性糖含量的测定

3．5．5 可溶性蛋白含量的测定

3．5．6 紫外吸收物质含量的测定(同2．5．7)

3．5．8 超氧化物歧化酶(SOD)活性的测定

3．5．9 过氧化氢酶(CAT)活性的测定

3．5．10 抗坏血酸过氧化物酶(APX)活性的测定

3．5．11 H2O2含量的测定

3．6 数据处理(同2．6)

3．7 结果与分析

3．7．1 不同处理下紫花苜蓿光合特性参数

3．7．2 不同处理下紫花苜蓿光合色素的含量

3．7．3 不同处理下紫花苜蓿可溶性糖的含量

3．7．4 不同处理下紫花苜蓓可溶性蛋白的含量

3．7．5 不同处理下紫花苜蓿紫外吸收物质的含量

3．7．6 不同处理对紫花苜蓿POD活性的影响

3．7．7 不同处理对紫花苜蓿SOD活性的影响

3．7．8 不同处理对紫花苜蓿CAT活性的影响

3．7．9 不同处理对紫花苜蓿APX活性的影响

3．7．10 不同处理下紫花苜蓿H2O2的含量

3．8 讨论

3．8．1 Phy参与调控光合特性、光合色素的响应

3．8．2 Phy调控提高UV-B辐射下紫花苜蓿的营养品质

3．8．3 Phy调控UV-B辐射下紫花苜蓿紫外吸收物质的含量

3．8．4 Phy调控uV-B辐射下紫花苜蓿氧化酶活性及H2O2含量

第四章 苜蓿UVR8基因cDNA的克隆及生物信息学分析

4．1 实验材料

4．2 菌株与载体

4．3 主要试剂

4．4 主要仪器设备

4．5 实验方法及步骤

4．5．1 苜蓿叶片total RNA的提取

4．5．2 琼脂糖凝胶电泳检测total RNA质量

4．5．3 mRNA的反转录

4．5．4 引物设计及合成

4．5．5 苜蓿UVR8基因的克隆和测序

4．5．6 UVR8基因的生物信息学分析

4．6 结果与分析

4．6．1 苜蓿total RNA的提取及检测

4．6．2 UVR8基因cDNA核心片段的扩增

4．6．3 苜蓿UVR8基因的克隆

4．6．4 苜蓿UVR8蛋白质的保守结构域分析

4．6．5 UVR8蛋白质的理化性质分析

4．6．6 UVR8蛋白质的亲水性／疏水性

4．6．7 亚细胞定位及跨膜分析

4．6．8 UVR8蛋白质二级结构

4．6．9 UVR8蛋白质的三级结构分析

4．6．10 同源氨基酸比对及系统进化树的构建

结论

参考文献

致谢

攻读硕士学位期间的研究成果

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